Pilzmikroskopie: Täublinge

Die Ständerpilzgattung Täublinge (Russula) zählt mit weltweit 750 Arten und in Mitteleuropa mit ca. 200 Arten zu einer der artenreichsten Ständerpilz-Gattungen. Zusammen mit den Milchlingen (Lactarius und Lactifluus) gehören sie zur Familie der Täublingsverwandten (Russulaceae), die sich durch brüchiges Fleisch („knackt beim Brechen wie Apfelfleisch oder Styropor“), bedingt durch kugelig-blasiger Zellen (Sphaerozysten) (Bild 1) anstelle langgestreckter Hyphen in Hut-, Stielfleisch und bei Russula auch in der Lamellen-Trama auszeichnen. Dazu kommt helles Sporenpulver (Farbtabelle I a, weiß, bis IVe, (orange). Im Hutfleisch mild schmeckende Täublingsarten sind essbar und beliebte Speisepilze, da der einfache Geschmackstest ausreicht, um zwischen essbar (mild) und ungenießbar (scharf oder bitter) zu unterscheiden. Tödlich giftige Täublinge gibt es nicht.  Die Artbestimmung stellt allerdings eine besondere Herausforderung dar, da sich viele Täublinge sehr ähnlich sehen. Die oft in  kräftigen Hutfarben leuchtenden Fruchtkörper der Fruchtkörper sind kein zuverlässiges Bestimmungsmerkmal. Neben Sporenpulverfarbe, Mykorrhizapartnern, Bodenparametern, Geruch und einigen makrochemischen Bestimmungshilfen, wie die Definition von Fleisch-, Lamellen-, Stiel-Farbreaktionen mit z.B. Guajak, Eisen-Sulfat, Phenol, ist bei den meisten Russulae die Betrachtung mikroskopischer Merkmale unerlässlich.
Das sind:

Diesen Mikromerkmalen wollten wir uns annähern und orientieren uns an den Methoden, die der belgische Mykologe Marcel Lecomte in seiner 2024  veröffentlichten, englischen Version : Microscopy & Fungi vorstellt.  Außerdem war ein Vergleich mit den Mikrobestimmungsmethoden eines der führenden, deutschen Russula-Spezialisten, Felix Hampe, möglich, der uns seine Methoden zur Verfügung gestellt hat. Um es gleich zusammenfassend zu sagen: die Methoden ähneln sich stark, oder sind sogar identisch, in der praktischen Anwendung sind die  Rezepte von Felix Hampe am besten geeignet für eine schnelle Bestimmung. Marcel Lecomte stellt dafür mehrere Methoden vor und auch solche, die zur Erstellung von Dauerpräparaten geeignet sind. Die werden heute, bei der guten Qualität von digitalen (gestackten) Mikrobildern immer seltener angefertigt. Wir sind deshalb in den kurzen Bonner-Mikroskopiker-Stunden am 12.06.2025 weitgehend den Anleitungen von Felix Hampe gefolgt.

Eigentlich wollten wir so anfangen: (Bild 2)

Aber frische Fruchtkörper waren außer einem völlig von Schnecken ruinierten Speisetäubling (Russula vesca) aufgrund des trockenen Frühjahrs nicht zu finden. So mussten wir mit Exsikkaten (Bild 3)  klarkommen. Die Anfärbungen sind oft weniger brilliant und die in Wasser gequollenen Pilzhyphen sind oft weniger turgeszent; die Hyphenzellen sind eben schon lange tot. Manche quellen Trockenmaterial auch in Kalilauge oder in Ammoniak, wovon wir abraten, da die chemischen Veränderungen in den Zellen nicht kontrollierbar sind und vielleicht auch Zellstrukturen auflösen.

Reife Russula-Sporen (aus einem Sporenabwurf) sind zwischen ca.6 und 12 ym lang und können fast rund bis langellipsoid geformt sein. Sie verändern ihre Größe auch im Trockenmaterial wohl nicht. Beim Mikroskopieren macht man sich übereinstimmend durch die gesammelte Expertenliteratur die Amyloidität der arteigenen Ornamentierung aller Russulasporen zunutze, die mit jodhaltiger Melzer's Reagenz tiefviolett-dunkelblau-schwarz anfärbbar sind, da das Ornament stärkeähnliche Polysaccharide enthält. Die Zellwände von Pilzhyphen bestehen vornehmlich aus den so nicht anfärbbarem Polysacchariden Chitin und  Glucanen. (Melzer's Reagenz ist in diversen Mykoshops käuflich zu erwerben und sollte nach 1-2 Jahren Verwendung erneuert werden, Rezepte zur Selbstherstellung gibt es im Internet). Die Sporen werden bei voll geöffneter Apertur mit 100er-Objektiv in Immersionsöl angeschaut:

Bild 9 zeigt die oben erwähnten Huthaut-Zelltypen und die Vielgestaltigkeit ihres Aussehens. Meist reicht zur Identifizierung ein 40er-Objektiv aus, bei inkrustierten Primordialhyphen ist auch ein 100er-Objektiv in Immersionsöl angebracht.

Diesen Mikromerkmalen wollten wir uns annähern und orientieren uns an den Methoden, die der belgische Mykologe Marcel Lecomte in seiner 2024  veröffentlichten, englischen Version : Microscopy & Fungi vorstellt.  Außerdem war ein Vergleich mit den Mikrobestimmungsmethoden eines der führenden, deutschen Russula-Spezialisten, Felix Hampe, möglich, der uns seine Methoden zur Verfügung gestellt hat. Um es gleich zusammenfassend zu sagen: die Methoden ähneln sich stark, oder sind sogar identisch, in der praktischen Anwendung sind die  Rezepte von Felix Hampe am besten geeignet für eine schnelle Bestimmung. Marcel Lecomte stellt dafür mehrere Methoden vor und auch solche, die zur Erstellung von Dauerpräparaten geeignet sind. Die werden heute, bei der guten Qualität von digitalen (gestackten) Mikrobildern immer seltener angefertigt. Wir sind deshalb in den kurzen Bonner-Mikroskopiker-Stunden am 12.06.2025 weitgehend den Anleitungen von Felix Hampe gefolgt.

1. Arbeiten mit Kongo-SDS
   Eine vielleicht 2x2 mm große (das ist schon riesig-groß) Skalpscheibe der obersten Hutschichten aus dem ersten Drittel des Hutzentrums des Exsikkats braucht nur eine kurze (bei uns ½ Stunde) Quellzeit in Wasser. Dann gut von innen nach außen (vorsichtig) quetschen auf dem Objektträger mit Deckglas. Normalerweise schaut man sich jedes Präparat zuerst in Wasser an. Aufgrund der Kürze der Zeit haben wir ein Scheibchen gleich  in den Azofarbstoff Kongo-SDS, eingelegt.(Vorsicht bei Azofarbstoffen, giftig! Nicht für Lebensmittel oder Textilien zugelassen, Kontakt mit den Fingern vermeiden). Trotz bestehender Gesundheitsgefahren hat sich dieser rote Direktfarbstoff in der Mykologie zum meistverwendeten Hyphenwandfärbemittel gemausert. SDS steht für das Detergenz Sodium-Dodecyl-Sulfat, löst fetthaltige Zellwand-bestandteile an und verstärkt die Färbung mit Kongo. Kongo sollte jährlich  erneuert werden. Marcel Lecomte erwähnt auch den Gebrauch von Kongo-H2O oder Kongo-NH3, auch Felix Hampe arbeitet damit. Wir bleiben bei Kongo-SDS. Überschüssiges Färbemittel mit Wasser abziehen. Im Kongo-Präparat sind deutlich 2 verschiedene Zelltypen zu unterscheiden: Haare (Bild 10), oft septiert aus meist mehreren schmalen, optisch leeren Hyphenzellen bestehend, manchmal mit markanter Endzelle, z.B. bei Russula vesca (Speise-Täubling) und dem verwandten Grünen Speise-Täubling (Russula heterophylla) (Bild 11) mit  langen zugespitzten Endzellen, sogenannten Crins, die Felix bei Russula vesca gefunden hat, und große (oft weit länger als die einzelnen Haar-Elemente, und im Schnitt mit 6-10 µm auch deutlich breiter als diese mit „flittrigem“ Inhalt: die Dermatozystiden (auch Bild 10). Primordialhyphen lassen sich in Kongo schwer von Haaren unterscheiden.
   
2. Arbeiten mit Sulfovanillin
   Um Dermatozystiden deutlicher sichtbar zu machen verwendet Marcel Lecomte das fertig käufliche Sulfobenzaldehyd (SBA) offenbar am liebsten, wir folgen Felix Hampe (Bild 12.), der Sulfovanillin (SV) vor jedem Gebrauch frisch herstellt,  indem er festes Vanillin-Pulver in 70%ige Schwefelsäure einrührt. Das hat die Bonner Mikroskopiker geschockt, denn 70%-Schwefelsäure wird gemeinhin nicht an Privatpersonen abgegeben. Ob Verwendung von SV oder von SBA: sofort heben sich die Dermatozystiden dunkelblau-grau bei SV, grau bis schwärzlich bei SBA vom undifferenzierten Haarhintergrund der Huthaut ab. (Bild 13 und 14). Bei eingeweichtem Trockenmaterial war der Kontrast mit SV nicht so intensiv
   
3. Arbeiten mit Karbolfuchsin
   Primordialhyphen in der Huthaut  von Russula nachzuweisen, also Zellen mit säureresistentem Kristallbesatz erfordert etwas mehr Aufwand, für den wir am Schluss nicht mehr ausreichend Zeit hatten, um gute Ergebnisse mit dem Trockenmaterial zu erzielen. Es gelingt einfach auch nicht mit jedem Präparat.
   Marcel Lecomte diskutiert 3 Techniken zum Nachweis, die alle mit dem Farbstoff Fuchsin, entweder mit dem reinen Farbstoff, er spricht von Ziehl's Fuchsin, oder mit Karbolfuchsin (Stammlösung 5% Fuchsin Basic in 96% Alkohol, das dann eingemischt wird in phenolisiertes Wasser). Fertiges Karbolfuchsin ist käuflich und lange Jahre haltbar. Auf den Seiten 180-182 diskutiert er Blum's Direct Method als zu wenig kontrastreich und nur für Frischmaterial geeignet, favorisiert Clémencon's aufwendigere Differential Method für ihre brillianten und kontrastreichen Ergebnisse und auch wegen ihrer guten Eignung für Trockenmaterial. Von Melzer's Differential Method hält er am wenigsten: zu aggressiv, zu schnelle Reaktion führe zu teigähnlichen Farbansammlungen.
   Wir haben uns die Methode von Felix Hampe zu eigen gemacht, die Melzer's Differential Method am ähnlichsten ist, aber die Verweildauer des Objekts im jeweiligen Medium verkürzt und letztlich in Wasser überführt. (Bild 15). Wir finden die Ergebnisse überzeugend.
   Felix Hampe's Methode haben wir an Russula claroflava-Huthaut und an Russula caerulea-Huthaut ausprobiert, haben aber in unseren Präparaten keine Primordialhyphen gefunden, obwohl beide Arten bekanntermaßen derartige Huthautzellen besitzen, wie es Eva Wandelt in der Vorbereitung an Russula claroflava zeigen konnte. (Bild 16). Woraus bestehen eigentlich die Kristalle der inkrustierten Primordialhyphen?, fragt das Mikroskopische Kollegium Bonn.

Nur Zeit für Erwähnung blieb für einen der seltenen Fälle von kristallbesetzten Pileozystiden bei Russula integra und auch für laut Marcel Lecomte (zu) wenig benutzte Färbemittel für die behandelten Mikromerkmale und diverse weitere Zellstrukturen der Gattung Russula mit z.B. Kresylblau.

Wir danken Felix Hampe, dass er uns seine prima Anleitungen zur Verfügung gestellt hat.
Alle Fotos und Abbildungen sind erstellt von Eva Wandelt und Lothar Claußnitzer, soweit nicht anders erwähnt.

Vielen Dank an unsere beiden Referenten Eva Wandelt und Lothar Claußnitz für den sehr informativen und kurzweiligen Abend rund um die Bestimmung von Täublingen unter dem Mikroskop sowie den Artikel hier!

Text:	Eva Wandelt und Lothar Claußnitz
Bilder:	Eva Wandelt und Lothar Claußnitz