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Fruchtstiel der Dessert-Banane (Musa x paradisiaca)

Bild 1: Illustration zu Musa x paradisiaca. Aus Flora de Filipinas, Gran edicion, Atlas I, 1880 von Francisco Manuel Blanco (O.S.A.), gemeinfrei Bild 1: Illustration zu Musa x paradisiaca. Aus Flora de Filipinas, Gran edicion, Atlas I, 1880 von Francisco Manuel Blanco (O.S.A.), gemeinfrei
Jörg Weiß, vom 28.03.2024

Vor mehr als zehn Jahren hatte ich schon einmal den Fruchtstiel einer Banane geschnitten, die Bilder hier aber nie gezeigt. Die Anlage der Leitbündel im Fruchtstiel führt zu einem sehr ästhetischen Muster und ich wollte einmal probieren, wie der Schnitt mit Sven Kötters Hamburger Grün wirkt. Also habe ich im vergangenen Dezember im Obstkorb nach einer frischen Banane geschaut und mich ans Werk gemacht. Das Ergebnis möchte ich Ihnen diesmal nicht vorenthalten. Aber wie gewohnt zunächst einige Informationen zur Pflanze selbst.
Artikelinhalt

Zunächst einige Informationen zur Pflanze selbst

Die meisten Bananen, die wir im Supermarkt kaufen können, stammen von der Dessert-Banane (Musa x paradisiaca), einer auf Ertrag gezüchteten Hybride mit verkümmerten Samenanalgen.
Die Gattung Musa (Bananen) zählt etwa 80 Arten, die mit einer Ausnahme (Tansania) alle aus dem tropischen bis subtropischen Asien und westlichen Pazifikraum stammen. Die einkeimblättrigen Pflanzen gehören mit der Familie Musaceae (Bananengewächse) in die Ordnung Zingiberales (Ingwerartige). Einige der Arten bilden essbare Früchte, die geschmacklich oft viel intensiver und weniger süß (Kochbananen) sind, als unsere gewohnte Kaufhausbanane, von der auch meine Probe stammt.
Wie alle Pflanzen der Gattung Musa sind auch die Dessertbananen immergrüne, krautige Pflanzen. Sie besitzen ein Ausläufer bildendes, unterirdisches Rhizom. Die eigentliche Sprossachse bleibt bis zur Blütezeit sehr kurz. Wir sehen einen Scheinstamm, der aus der Sprossachse im Zentrum besteht, der fest von den massiven Blattstielen bzw. Blattscheiden umschlossen ist. Die Höher variiert zwischen einem halben und drei Metern, dabei kann das untere Ende leicht verdickt sein.
Bild 2: Desertbananenpflanze mit Fruchtstand. Aus Wikipedia, von User Papouten, CC BY-SA 4.0
Bild 2: Desertbananenpflanze mit Fruchtstand. Aus Wikipedia, von User Papouten, CC BY-SA 4.0
Die großen, einfachen, ganzrandigen Laubblätter sind in Blattstiel und Blattspreite gegliedert. Die Blattspreite ist länglich oder länglich-elliptisch geformt, sie erreicht eine Länge von zwei bis drei Meter bei einer Breite von 30 bis 60 Zentimeter. Ältere Blätter sind oft vielfach bis zur Mittelrippe eingerissen.
Bild 3: Desertbanane mit Blüte / Fruchtstand. Aus Wikipedia, von Canthia Doresi, CC BY-SA 4.0
Bild 3: Desertbanane mit Blüte / Fruchtstand. Aus Wikipedia, von Canthia Doresi, CC BY-SA 4.0
Der endständige Blütenstand hängt meist über, manchmal steht er jedoch auch aufrecht. Er ist mit zahlreichen grünen, braunen oder rot-violetten Hochblättern besetzt, die nach und nach abfallen. An der Unterseite eines jeden Hochblatts befinden sich mehrere Blüten in einer oder zwei Reihen. Die zwittrigen oder eingeschlechtigen Blüten sind zygomorph und dreizählig. An der Basis des Blütenstands sind die Blüten weiblich (mit verkümmerten Staubblättern) oder zwittrig, zum Ende des Blütenstands hin befinden sich männliche Blüten mit fünf Staubblättern. Fünf der sechs Blütenhüllblätter sind zu einer Röhre verwachsen, die an einer Seite bis zum Grund aufreißt.
Bild 4: Bananenblüten. Aus Wikipedia, von Kamru Islam Shahin, CC BY-SA 4.0
Bild 4: Bananenblüten. Aus Wikipedia, von Kamru Islam Shahin, CC BY-SA 4.0
Die Früchte, die botanisch zu den Beeren gehören, werden meist 20 bis 35 Zentimeter lang. Sie sind länglich geformt, meist gekrümmt, im Querschnitt leicht kantig. Sie enthalten zahlreiche rundliche bis linsenförmige Samen. Die Früchte der kultivierten Sorten wie Musa x paradisiaca enthalten meist keine oder verkümmerte Samen. Sie haben, verglichen mit anderen Obstsorten, einen mäßigen Vitamingehalt (Vitamin C (12 mg pro 100 g), Folsäure (20 µg pro 100 g), und enthalten Mineralstoffe (insbes. Phosphor, Eisen, Kalium, Magnesium, Mangan, Kupfer), Zucker und Ballaststoffe.
Bild 5: Beerenfrucht einer Wildbanane mit Samen. Aus Wikipedia, von Warut Roonguthai, CC BY-SA 3.0
Bild 5: Beerenfrucht einer Wildbanane mit Samen. Aus Wikipedia, von Warut Roonguthai, CC BY-SA 3.0
Literatur:
Die Dessertbanane ist ein wichtiges Exportprodukt und wird quasi in der ganzen Welt angeboten. Informationen zur wirtschaftlichen Bedeutung der Bananen findet Ihr sehr umfangreich zusammengestellt im Wikipediaartikel zur Dessertbanane: http://de.wikipedia.org/wiki/Dessertbanane

Zur Anatomie der Musaceae bietet Anatomy of the Monocotyledons Vol. III, Commelinales - Zingiberales von T.B. Tomlinson ab Seite 303 viele nützliche Hinweise, unter Anderem auch auf Tannine und Milchröhren in allen Pflanzenteilen, was natürlich bei der Präparation beachtet werden muss. 
Bild 6: Illustration einer Wildbanane: Musa troglodytarum. Aus Flora de Filipinas, Gran edicion, Atlas I, 1880 von Francisco Manuel Blanco (O.S.A.), gemeinfrei
Bild 6: Illustration einer Wildbanane: Musa troglodytarum. Aus Flora de Filipinas, Gran edicion, Atlas I, 1880 von Francisco Manuel Blanco (O.S.A.), gemeinfrei

Kurz zur Präparation

Geschnitten habe ich den Fruchtstiel freistehend längs und quer auf dem Tempelchen (Zylindermikrotom im Halter als Tischmikrotom) mit Leica Einmalklingen 818 im SHK Halter.
Die Schnittdicke beträgt je ca. 50µm.

Nach einer Schnittfixierung in AFE für ca. 1 Stunde waren wegen der enthaltenen Tannine bzw. dem Milchsaft weitere Schritte notwendig:
- Stufenweises Überführen in Aqua dest.
- Spülen mit Eau de Javel für ca. 30 Sekunden
- Mehrfaches gründliches Spülen mit Aqua dest.
- Bleichen mit Chloralhydrat für ca. 2 Stunden
- Mehrfaches gründliches Spülen mit Aqua dest.

Die Färbung ist Hamburger Grün nach Sven Kötter.

Eingedeckt wurden die Schnitte nach gründlichem Entwässern mit reinem Isopropanol und Überführen in Xylol in Euparal.

Und zur verwendeten Technik

Die Aufnahmen sind auf dem Leica DMLS mit dem NPlan 5x sowie den PlanApos 10x, 20x, 40x und 100x entstanden. Die Kamera ist eine Panasonic GX7, die am Trinotubus des Mikroskops ohne Zwischenoptik direkt adaptiert ist. Die Steuerung der Kamera erfolgt durch einen elektronischen Fernauslöser. Die notwendigen Einstellungen zur Verschlusszeit und den Weißabgleich führe ich vor den Aufnahmeserien direkt an der Kamera durch. Der Vorschub erfolgt manuell anhand der Skala am Feintrieb des DMLS.

Alle Mikroaufnahmen sind mit Zerene Stacker V1.04 Build T2023-06-11-1120 (64Bit) gestackt. Die anschließende Nachbereitung beschränkt sich auf die Normalisierung und ein leichtes Nachschärfen nach dem Verkleinern auf die 1024er Auflösung (alles mit XNView in der aktuellen Version). Bei stärker verrauschten Aufnahmen lasse ich aber auch mal Neat Image ran.

Nun zu den Schnitten vom Fruchtstiel

Neben den Hinweisen auf Tannine und Milchsaft fanden sich im Artikel zu den Musaceae auch solche auf Raphidenbündel und einen "groben Calciumoxalatsand" in den Zellen aller Pflanzenteile. Daher habe ich bei den frischen, unfixierten Schnitten einmal ganz genau hin geschaut:
Bilder 7a-d: Aufnahmen vom frischen, unfixierten Querschnitt des Fruchtstiels im Hellfeld
  • Bild 7a: Der frische, unfixierte Schnitt des Fruchtstiels in der Übersicht
  • Bild 7b: Epidermis und äußere Zellschichten
  • Bild 7c: Die innen liegenden Leitbündel
  • 7d: Ein einzelnes geschlossen kollaterales Leitbündel
Abgesehen davon, dass man auch hier wieder alle relevanten Strukturen auch ohne Färbung erkennen kann: wer genau hin schaut, kann in den Aufnahmen 7c&d einige Raphidennadeln erkennen. Und in Bild 7b finden wir rechteckige Strukturen in einigen der Parenchymzellen. Wenn das der Calciumoxalat-"Sand" ist, müsste er sich im Polarisationskontrast entsprechend darstellen lassen.
Bilder 8a-f: Aufnahmen vom frischen, unfixierten Querschnitt des Fruchtstiels im Polarisationskontrast
  • Bild 8a: Die inneren Leitbündel in der Übersicht
  • Bild 8b: Ein einzelnes Leitbündel mit großer Sklerenchymkappe
  • Bild 8c: Ein angeschnittes Raphidenbündel; die einzelnen Calciumoxalatraphiden sind ausseinander gerissen und über den Schnitt verteilt
  • Bild 8d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 8e: Hier ist der in der Literatur erwähnte Calxiumoxalatsand zu erkennen
  • Bild 8f: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Während man einzelne Rhapiden im Bild 8a nur erahnen kann, sind sie im Bild 8b schon klar zu erkennen. Etwas näher ran in den Bildern (c&d findet sich ein angeschnittenes Raphidenbündel, dessen einzelne Nadeln sich auf der Oberfläche des Schnitts verteilt haben.
Und die Bilder 8e&f zeigen auch den bei Tomlinson beschriebenen Calciumoxalatsand, der mir ohne die Beschreibung in der Literatur sicher entgangen wäre.

Und nun kommt Farbe ins Spiel! Eines gleich vorweg: durch die aufwändige Präparation mit vielen Spül- und Bleichschritten und dem mehrfachen Erwärmen ist vom Calciumoxalat nichts mehr zu sehen: sowohl Sand als auch Nadeln sind verschwunden.
Der Fruchtstiel lässt sich anhand der Leitbündelanordnung in einen äußeren und einen inneren Bereich einteilen:
Bild 9: Makro eines Querschnittpräparates, Färbung ist hier W3Asim II
Bild 9: Makro eines Querschnittpräparates, Färbung ist hier W3Asim II
Dabei versorgt der äußere Leitbündelring die Fruchtschale der Beerenfrucht, während der innere Ring die Samenanlagen und das Parenchym drumherum bedient. 
Bilder 10a-f: Der äussere Leitbündelring im Querschnitt, Färbung Hamburger Grün
  • Bild 10a: Der Außenbereich des Fruchtstiels in der Übersicht
  • Bild 10b: Etwas näher heran: Epidermis und daruinter liegende Leitbündel im Parenchym
  • Bild 10c: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 10d: Ein einzelnes der geschlossen kollateralen Leitbündel
  • Bild 10e: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 10f: Ein Leitbündel mit zwei angrenzenden Milchröhren
Hier finden wir den klassischen Aufbau einer Einkeimblättrigen Pflanze: viele geschlossen kollaterale Leitbündel eingelagert in ein Parecnchym (RP). Dabei zeigen die Leitbündel einen etwas spezielleren Aufbau: hinter einer massiven Sklerenchymkappe (Skl) liegt ein vergleichsweise kleines Phloem (Pl), gefolgt vom Xylem (Xl), das von einer, in Ausnahmefällen von zwei, Spiraltracheiden mit entsprechend großem Durchmesser dominiert wird. Nach außen haben wir den klassischen Abschluss in Form einer Epidermis (Ep) mit Cuticula (Cu), die wir uns gleich noch einmal im Detail ansehen werden. Innen wäre ein eher leitbündelloses Markparenchym zu erwarten, das hier aber von der Leitbündelgruppe zur Versorgung des inneren der Beerenfrucht ersetzt wird.
Zwischendrin finden sich immer wieder "Zellen" mit eher Lila angefärbten Wänden. Hier handelt es sich um die Milchröhren. Artefakte in Form von gefüllten Zellen mit abweichender Farbe sind wahrscheinlich auf Reste der Tannine zurück zu führen. 
Bilder 11a-c: Epidermis des Fruchtstiels. Hamburger Grün, letztes Bild W3Asim II
  • Bild 11a: Die Epidermis des Fruchtstiels
  • Bild 11b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 11c: Noch einmal die Epidermis in einem anderen Präparat mit W3Asim II Färbung. Die genoppten Zellen sind besonders schön zu erkennen
Hier ist schön zu sehen, woher die matte, seidige Oberfläche der Banane kommt: die Zellen der Epidermis (Ep) haben kleine, abgerundete Ausstülpungen. Darüber liegt die schützende Cuticula (Cu).
Bilder 12a-e: Der innere Leitbündelring im Querschnitt, Färbung Hamburger Grün
  • Bild 12a: Der innere Leitbündelring des Fruchtstiels in der Übersicht
  • Bild 12b: Etwas näher heran ...
  • Bild 12c: Die Leitbündel im Polarisationskontrast
  • Bild 12d: Die geschlossen kollateralen Leitbündel im Detail
  • Bild 12e: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Hier nun der innere Ring, in dem die Leitbündel dicht an dicht eine fast geschlossene Gruppe bilden. Die Benennung der Gewebe erfolgt nach dem gleichen Schlüssel wie unter den Bildern 10 beschrieben.

Werfen wir nun noch ein Blick auf die Längsschnitte:
Bilder 13a-d: Längsschnitte mit Spiraltracheiden
  • Bild 13a: Längsschnitt durch den Fruchtstiel mit Leitbündeln
  • Bild 13b: Ein einzelnes Leitbündel im Detail
  • Bild 13c: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 13d: Nochmal ein Leitbündel im Längsschnitt
Umgeben vom Rindenparenchym (RP) finden wir zum einen die lang gestreckten roten Sklerenchymzellen und am Rand eine große Tracheide (T), deren spiralförmige Versteifungen im Längsschnitt besonders schön zu erkenne sind. Im Bild 13d sehen wir den Übergang zwischen zwei dieser Tracheiden.

Die Schnitte von der "Bananenschale"

Nun stellt sich die Frage, wie denn die Fruchthülle der Banane ausschaut, also die klassische Bananenschale. Den interessanten Teil mit den Leitgeweben kann ich hier anhand von Bildern eines Präparates vom leider schon verstorbenen Bode Braunstorfinger zeigen. Die Färbung ist hier wahrscheinlich W3A.
Bilder 14a-d: Querschnitt durch die "Bananenschale"
  • Bild 14a: Bananenschale im Querschnitt, Übersicht
  • Bild 14b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 14c: Bananenschale im Querschnitt, Detail
  • Bild 14d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Alles sehr ähnlich, nur dass die Sklerenchymkappen (Skl) hier nicht verholzt sind, also Blau erscheinen. Die Artefakte in Form der mit einem roten "Lack" gefüllten Lumen weisen wieder auf die Milchröhren hin. Das Phloem (Pl) ist kaum zu erkennen, die Spiraltracheiden (T) sind entsprechend kleiner.
Literatur und Links
[1]    Mikroskopisch-botanisches Praktikum
         Gerhard Wanner, Thieme, 2. Auflage 2010

[2]    Pflanzenanatomie
         Katherine Esau, Gustav Fischer Verlag, 1969
    
[3]    Botanische Schnitte mit dem Zylindermikrotom
         Jörg Weiß, MBK 2011

[4]    Tabelle der Abkürzungen zur Pflanzenanatomie
         Jörg Weiß, MKB 2013

[5]    Esaus Pflanzenanatomie
         Ray F. Evert

         de Gruyter, 2009

[6]    Anatomy of the Monocotyledons
         T.B. Tomlinson, Oxford Press 1950
         Vol. III, Commelinales - Zingiberales, S. 303 ff. Musacea

[7]    Musa x paradisiaca in der deutschen Wikipedia
         Zuletzt Abgerufen am 28.03.2024

Bildquellen
  • Bild 1: Illustration zu Musa x paradisiaca.
    Aus Flora de Filipinas, Gran edicion, Atlas I,
    1880 von Francisco Manuel Blanco (O.S.A.), gemeinfrei
  • Bild 2: Desertbananenpflanze mit Fruchtstand.
    Aus Wikipedia, von User Papouten, CC BY-SA 4.0
  • Bild 3: Desertbanane mit Blüte / Fruchtstand
    Aus Wikipedia, von Canthia Doresi, CC BY-SA 4.0
  • Bild 4: Bananenblüten
    Aus Wikipedia, von Kamru Islam Shahin, CC BY-SA 4.0
  • Bild 5: Beerenfrucht einer Wildbanane mit Samen
    Aus Wikipedia, von Warut Roonguthai, CC BY-SA 3.0
  • Bild 6: Illustration einer Wildbanane: Musa troglodytarum
    Aus Flora de Filipinas, Gran edicion, Atlas I,
    1880 von Francisco Manuel Blanco (O.S.A.), gemeinfrei
  • Bilder 14a-d: Bananenschale im Querschnitt
    Eigene Aufnahmen von einem Präparat von Bodo Braunstorfinger
  • Alle anderen Aufnahmen vom Autor des Artikels
      
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Juli 2015
Schuppenhaare des Silbernen Grünrüsslers (Phyllobius argentatum). Foto von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2015
Wachstumskegel an der Sprossspitze der Weinrebe (Vitis vinifera) im Präparat von Bodo Braunstorfinger. Foto von Jörg Weiß.
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Mai 2015
Ein Reusen-Rädertier von Frank Fox
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April 2015
Die Diatomee Triceratium broeckii (Oamaru) in einer Aufnahme von Päule Heck
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März 2015
Uroleptopsis roscoviana, ein roter Cilliat, Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2015
Drei Konidien des Echten Mehltaus auf einem Weizenblatt mit Keimschläuchen und Appressorien, Aufnahme von Jörg Weiß
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Januar 2015
Sklerenchymband im Spross der Kiwi (Actinidia deliciosa), Aufnahme von Jörg Weiß
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Dezember 2014
Die Diatomee Auliscus convolutus (Alen's Farm, Oamaru), Aufnahme von Päule Heck
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November 2014
Schale einer Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2014
Haare auf dem Brustpanzer einer Goldfliege (Lucilia sericata). Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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September 2014
Stomagruben an der Blattunterseite eines frischen, unfixierten Schnittes des Oleanders (Nerium oleander) bei einer Vergrößerung von 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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August 2014
Augen am Kopf einer Sprigspinne. Die Reflexe stammen von der Beleuchtung mit einem LED-Ringlicht. Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2014
Die Zieralge Micrasterias radians bei der Teilung. Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2014
Querschnitt durch einen siebenjährigen Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis, Durchmesser 21 mm) von Bodo Braunstorfinger. Aufnahme von Jörg Weiß
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Mai 2014
Männlicher Eibenzapfen (Taxus baccata) mit Pollen von Horst-Dieter Döricht
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April 2014
Spross des Efeus (Hedera helix) in W3Asim II - Färbung. Aufnahme mit einer Smartphone Kamera freihändig durch das Okular von einer Teilnehmerin der Lehrerfortbildung am Grotenbach Gymnasium Gummersbach.
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März 2014
Maritimer Fadenwurm im Polarisationskontrast von Frank Fox
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Februar 2014
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt des Pampasgrases (Cortaderia selloana) von Jörg Weiß
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Januar 2014
Parietin-Sublimation im freien Raum an Stahlwolle von Heike Buchmann
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Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
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November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
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Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
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September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
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August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
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Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
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April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
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März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
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Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
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September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
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August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
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Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
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Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
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August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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