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Eine Pflanzengalle und ihr Bewohner

Abb. 1: Galle einer Blattwespe (Pontania bridgmanii) an einem Weidenblatt Abb. 1: Galle einer Blattwespe (Pontania bridgmanii) an einem Weidenblatt
Dr. Michael Miedaner, vom 29.04.2020

Ein Mikroskopikerleben reicht nicht, um die Vielfalt der Pflanzengallen kennen zu lernen. Zu vielgestaltig sind die Formen der Gallen, zu unterschiedlich die Organismen, die sie her- vorrufen (die „Gallerzeu- ger“), zu komplex das Geschehen zwischen diesen Erregern und den sich wehrenden Pflanzen.
Die Geschichte der Erforschung der Pflanzengallen reicht weit zurück. Der noch heute bekannte Arzt aus Bologna, Marcello Malpighi (1628-1698) war wohl der erste, der sich wissenschaftlich mit den Gallen der Pflanzen beschäftigte. Etwas belustigt nehmen wir zur Kenntnis, dass sein Zeitgenosse, Johann Swammerdamm (1637-1685) in seinem erst lange nach seinem Tod erschienenen „Buch der Natur“ (1752) noch von „Würmern, die man in den Warzen der Weidenblätter findet“, gesprochen hatte 1).
Heute, 350 Jahre danach, wissen wir deutlich mehr über diese „Warzen“ und ihre Bewohner. Anhand eines Weidenblattes, in das sich eine Blattwespe eingenistet hatte, wollen wir etwas in die Welt der Pflanzengallen eindringen.
Dass es neben Insekten noch viele andere Organismen (z.B. Viren, Bakterien, Pilze, Fadenwürmer…) gibt, die an Pflanzen Gallen hervorrufen, soll hier nicht Gegenstand unserer Betrachtung sein. Auch unter den Insekten ist die Anzahl möglicher Gallerreger groß: Wanzen, Blattläuse, Blattflöhe, Käfer, Schmetterlinge, Zweifügler, Hautflügler und viele andere. Zu den letzteren gehören vor allem die Blattwespen und die Gallwespen. In unserem Präparat ist es eine Blattwespe aus der Familie der Tenthredinidae, noch genauer die Pontania bridgmanii, eine kleine, nur wenige Millimeter große Wespe ohne Wespentaille, die an einem Weidenblatt eine blasenförmige Galle (Abb. 1) erzeugt, die sich auf beiden Blattseiten etwa gleich ausbildet 2). 
Abb. 2: Die Weidengalle im Querschnitt - mit perfekt getroffener Larve
Abb. 2: Die Weidengalle im Querschnitt - mit perfekt getroffener Larve
Abb. 2 zeigt eine aus mehreren Aufnahmen zusammengesetzte Übersicht. Man sieht, wie das Weidenblatt links und rechts noch intakt ist und sich in der Mitte zu einer Kammer aufwölbt. In der oberen Hälfte des Blattes ist zu sehen, dass das Wespenweibchen zwei Versuche bei der Eiablage unternommen hat. Ansonsten fällt auf, dass die Larvenkammer frei von Kotbällchen ist.
Der Schnitt durch die Larve verläuft ziemlich median und zeigt die ganze Larve, auch mit ihren Stummelfüßchen.  Alle nun folgenden Aufnahmen sind von einem solchen Präparat gemacht, sodass man sich immer orientieren kann, wo sich das gerade besprochene Detail befindet.
Abb. 3: Kopfpartie und Beginn des Darmabschnitts der Larve
Abb. 3: Kopfpartie und Beginn des Darmabschnitts der Larve
Abb.3 zeigt die Kopfpartie und den Beginn des Darmabschnitts. An die nach unten gerichtete Mundöffnung schließt sich unmittelbar der Pharynx (Schlund) an, das ist der Vorderdarmabschnitt, der zwischen Mundöffnung und Speiseröhre liegt. Die darüber liegenden, dunkel gefärbten Muskeln gehören zum  Pharynx und passen sein Fassungsvermögen der jeweiligen Fresssituation an. Damit kann die Mundhöhle enger und weiter, mit anderen Worten, ein Kauen der Nahrung ermöglicht werden.
Nun kommen wir zu den beiden großen gelben Punkten in der Kopfkapsel der Larve. Wer das zum ersten Mal sieht, glaubt sicher, dass es sich dabei um die Augen des Insekts handeln müsste. Betrachten wir die beiden Abbildungen 4 und 5. Abb. 4 zeigt das obere, Abb. 5 das untere „Auge“. Wir sehen gleiche Strukturen, beim unteren „Auge“ gehen links und rechts noch Nervenstränge ab.
Abb. 4: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Abb. 4: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Abb. 5: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Abb. 5: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Aber: Können bei einem Schnitt, der sagittal durch die Larve geht und nahe an der mittleren Ebene liegt (noch nicht ganz median, sonst könnten die Stummelfüßchen nicht angeschnitten sein), beide Augen getroffen sein? Und: Warum sieht man nichts von der bekannten Struktur eines Komplexauges? Schließlich bleibt noch die Frage, was eine Larve, die bis zu ihrer letzten Häutung in der sie umhüllenden und ernährenden Galle wohnt, mit Augen anfangen könnte.
Es deutet also nichts darauf hin, dass wir es mit Augen zu tun haben. Aber die Larve ist ja erst aus dem Ei geschlüpft. Sie wird sich als Larve weiterentwickeln, mehrmals häuten, dann ins Puppenstadium übergehen und sich daraus dann schließlich als Imago, als Vollinsekt, entwickeln. Es hat also noch Zeit.
Und so sehen wir in beiden Abbildungen verschiedene Teile des Gehirns. Das Gehirn eines Insekts besteht aus mehreren Teilen. Aus dem Vorderhirn (dem Protocerebrum) laufen seitlich zwei Stränge aus, die Sehlappen (lobi optici) genannt werden. Sie bestehen auf jeder Seite aus drei Ganglien (Nervenknoten), sind kompliziert gebaut und entwickeln jeweils am Ende ein Komplexauge. Abb. 4 zeigt also, dem Entwicklungszustand unserer Larve entsprechend, den lobus opticus des rechten Auges: das gelb gefärbte Nervenbündel, umhüllt von den rötlich gefärbten Zellen des Perilemm. Dieses stellt eine komplexe Schicht dar, die das Gehirn einerseits schützt (sie bildet die sogenannte Blut-Hirnschranke) und andererseits auch eine Verbindung zur nährstoffreichen Hämolymphe und benachbarten Fettkörpern darstellt. Schutz und Ernährung der Nervenzellen also.
Aufgrund der geometrischen Verhältnisse der Schnittführung kann nun Abb. 5 nicht einfach der lobus opticus des anderen Auges sein. Gleichwohl zeigt es mikroskopisch die gleichen Strukturen, stellt damit auch einen, aber einen anderen Teil des Nervensystems dar. Es ist das Unterschlundganglion, das unter der Speiseröhre liegt. Die abgehenden Nervenstränge zeigen an, dass es mit weiteren Ganglien, dem Gehirn und den Bauchganglien verbunden ist. 
Abb. 6: Der Kropf
Abb. 6: Der Kropf
Verfolgen wir weiter den Weg der Nahrung. Abb. 3 zeigte den Schlund (Pharynx). Von dort wandert der Speisenbrei in die Speiseröhre, die wir auf unserem Schnitt aber nicht sehen, weil der Darm ja in Windungen im Körper liegt und in einem einzigen Schnitt daher nicht vollständig getroffen sein kann. Die Speiseröhre geht in den Kropf über, der in Abb. 6 zu sehen ist. Er ist für die Speicherung der erst grob zerkauten Nahrung zuständig. In ihn münden auch die hier nicht sichtbaren Speicheldrüsen, die die Nahrung bereits hier etwas vorverdauen. Der Kropf geht in den Kaumagen über, den Abb. 7 zeigt. Man erkennt quergestreifte Muskulatur, die für rhythmische Kontraktion sorgt. Im Inneren sieht man Strukturen, die man erst bei Kenntnis des Aufbaus des Kaumagens zuordnen kann. Es sind harte, sklerotisierte Zähne, die man im Schnitt als solche nur schwer erkennen kann, die zusammen mit den kräftigen Muskeln hier für eine Zerkleinerung der Nahrung sorgen.
Abb. 7: Der Kaumagen
Abb. 7: Der Kaumagen
Am Ende des Kaumagens, siehe Abb. 7, liegt ein Ringmuskel der sich in Falten in den sich anschließenden Mitteldarm hineinwölbt. Die Abbildungen 8 und 9 zeigen diese Falten, die Valvula cardiaca (cardia meint den Magenmund). In Abb. 9 sieht man sogar noch die grün angefärbten Speisereste, die durch diese Falten vom Kropf her in den Mitteldarm geschoben werden. Diese Falten dienen dem Zweck, dass der Speisebrei vom Mitteldarm her nicht mehr in die Speiseröhre zurückfließen kann. Sie haben also die Wirkung eines Rückstauventils. Insekten haben zwischen allen Darmabschnitten solche Ringfalten.
Abb. 8: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca)
Abb. 8: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca)
Abb. 9: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca) im Detail
Abb. 9: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca) im Detail
Jetzt ist die -in unserem Schnitt grün gefärbte - Nahrung im Mitteldarm. Abb. 10 zeigt seinen ersten Abschnitt. Links nochmals die Valvula cardiaca. Von außen her sehen wir die hier blauviolett  gefärbten, großen Epithelzellen, die die Wand des Mitteldarms imponierend gestalten. Diese meist zylindrischen Zellen kommunizieren mit dem Darminhalt über einen mächtig entwickelten Mikrovillisaum, der der Oberflächenvergrößerung der Epithelzellen dient. Abb. 11 zeigt ihn: Aus den violetten Epithelzellen treten massenhaft die leicht grün gefärbten Mikrovilli hervor und stehen in engem Kontakt mit dem dunkelgrün gefärbten Nahrungsbrei. Die Epithelzellen geben dabei Verdauungsenzyme über die Mikrovilli und zwischen ihnen hindurch an die Nahrung ab, die diese auflösen und nehmen dann die so aufgeschlossene Nahrung wieder auf.
Abb. 10: Erster Abschnitt des Mitteldarms
Abb. 10: Erster Abschnitt des Mitteldarms
Abb. 11: Mikrovillisaum im Mitteldarm
Abb. 11: Mikrovillisaum im Mitteldarm
Blicken wir nun in das Innere des Mitteldarms, wie es Abb. 12 zeigt. Ganz in der Mitte ist der Nahrungsbrei zu sehen, dicht umgeben von einem Netz aus langen, nah aneinander liegenden Fibrillen. Diese bestehen aus Chitin und sind von Proteinen und Kohlehydraten umgeben. Zusammen bilden sie eine feste Struktur, die die gesamte Nahrung im Darm umschließt. Daher heißt sie auch peritrophische (die Nahrung umschließende) Membran. Abb. 13 zeigt sie im Detail. Dieser schlauchförmige Hohlzylinder trennt die Nahrung von den Epithelzellen, ist aber für die Verdauungsenzyme und für die damit aufgeschlossene Nahrung voll durchlässig. Die peritrophische Membran bildet also eine Schutzschicht, falls später einmal das fertige Insekt „rauhe“ Nahrung aufnehmen sollte, die die empfindlichen Mikrovilli und Epithelzellen leicht verletzen könnte. Im Enddarm wird sie dann wieder abgebaut.
Abb. 12: Der Mitteldarm
Abb. 12: Der Mitteldarm
Abb. 13: Die peritrophische (die Nahrung umschließende) Membran im Mitteldarm
Abb. 13: Die peritrophische (die Nahrung umschließende) Membran im Mitteldarm
Vom Mitteldarm geht es weiter zum dritten Darmabschnitt, von dem Abb. 14 den Anfang zeigt. Er dient als erstes Sammelbecken für Exkremente. Bei manchen Insekten können Nahrungsreste erstaunlich lange im Enddarm verbleiben, z.B. während des ganzen Larvenstadiums, manchmal noch länger. Jens-Peter Kopelke fand heraus: „Die Eier werden gewöhnlich einzeln abgelegt, sodass die Gallen mit nur jeweils einer Afterraupe besetzt sind. Die postembryonale Entwicklung der Pontania-Arten verläuft bei männlichen Tieren über fünf, bei weiblichen über sechs Larvenstadien… Die Larven ernähren sich von dem Gewebe der Galleninnenwand. Insbesondere Pontania proxima frisst bereits im dritten Larvenstadium ein kreisrundes Schlupfloch durch die Gallenwand und wirft den angesammelten Kot hinaus. Die Larve bleibt jedoch bis zur Beendigung ihrer Entwicklung in der Galle“ 4). Da wir in unserem Präparat kein Loch entdecken, ist vielleicht das dritte Larvenstadium noch nicht erreicht. Oder Pontania bridgmanii, um die es sich in unserem Präparat handelt, bohrt das Schlupfloch erst am Ende ihrer Larvalzeit. Wie dem auch sei, die Larve beschmutzt nicht ihr Nest, solange sie in ihm lebt.
Abb. 14: Der Enddarm
Abb. 14: Der Enddarm
Um den Darm herum liegen viel Querschnitte von verschiedenen Organen. Abb. 15 zeigt links zwei Malpighische Gefäße und rechts zwei Fettkörper übereinander. Die Malpighischen Gefäße erkennt man daran, dass sie in ihrer Mitte (meist) einen deutlich sichtbaren Mikrovillisaum haben. Sie münden an der Übergangsstelle vom Mittel- zum Enddarm in den Verdauungskanal. Sehr vereinfacht gesagt, erfüllen sie die Funktion einer Niere. Die Fettkörper dagegen kann man eher – und ebenfalls sehr vereinfacht – als ein mit Organ, vergleichbar unserer Leber, bezeichnen. 
Abb. 15: Links zwei Malpighische Gefäße und rechts zwei Fettkörper
Abb. 15: Links zwei Malpighische Gefäße und rechts zwei Fettkörper
Deutlich hinter dem Darm, dem Ende des Larvenkörpers zu, finden wir noch ein Organ, das in unserem Schnitt als kreisrundes Gebilde erscheint. Abb. 16 und 17 zeigen es im Detail. Es ist der Querschnitt des Hodens. Wir sehen die Hodenkanälchen und in ihnen die Zysten, in denen die Spermien gebildet werden. Unser Schnitt geht durch das obere  Drittel des Hodenfollikels. Das erkennt man am Aussehen der Spermatozysten, die noch keine fertigen Spermien enthalten. Somit wissen wir, dass sich aus unserer kleinen Larve eine männliche Blattwespe entwickeln wird 3).
Abb. 16: Die Hoden
Abb. 16: Die Hoden
Abb. 17: Die Hoden im Detail
Abb. 17: Die Hoden im Detail
Jetzt wenden wir uns noch kurz dem Weidenblatt und der Larvenkammer zu. In Abb. 2 sehen wir über der Larve zwei Einstichversuche. Die Eiblage zeigt auch ein erstaunliches Vermögen der Gallwespe. Jens-Peter Kopelke hat sie beschrieben:
„Die Wirtswahlmechanismen der Pontania-Arten richten sich wie bei den meisten Phytophagen vorwiegend nach den chemischen Eigenschaften ihrer Wirtspflanzen. Vor jeder Eiablage erfolgt deshalb eine sorgfältige Prüfung der Wirtseignung, indem die Weibchen mit den Antennen und Mundwerkzeugen durch ein intensives Betasten der Blattflächen und drüsigen Ränder Ausscheidungs- bzw. Duftstoffe der Pflanze aufnehmen. Vor allem die artspezifischen chemischen Ansprüche der Gallenerzeuger sind Ursache für die Einnischung auf verschiedene Weidenarten“.
„Zur Eiablage suchen die Weibchen der drei Pontania-Arten ausschließlich sehr junge, gewöhnlich noch nicht vollständig entfaltete Weidenblätter auf und bohren diese auf der Unterseite an. Dabei sägen die Weibchen von P. vesicator und P. viminalis mit den gezähnten Legebohrervalven schräg in den Blattmittelnerv hinein, und zwar bis in das Mesophyll der dem Anstich gegenüberliegenden Blattspreitenhälfte . Die anschließende Eiablage begleitet eine Ausschüttung spezifischer, cecidogener Reizstoffe aus der akzessorischen Drüse des Genitalapparates.“4)
Mit der Eiablage gibt das Wespenweibchen also bereits cecidogene (gallenbildende) Reizstoffe ab, die das Weidenblatt veranlassen, eine Larvenkammer zu bilden. Die Weide tut in ihrem eigenen Interesse fortan alles, um die Larve, die alsbald aus dem Ei schlüpfen wird, zu veranlassen, an Ort und Stelle zu bleiben und nicht umherzuwandern. Sie bildet in der Larvenkammer ihre Blattsubstanz zu Nährgewebe für die Larve um und gibt in diesem Bereich die Photosyntheseeigenschaft des Blattes auf. Das zeigen die Abb. 18 bis 20.
Abb. 18: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe
Abb. 18: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe
Abb. 19: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe, Detail
Abb. 19: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe, Detail
Abb. 20: Nährgewebe an der Gallenwand
Abb. 20: Nährgewebe an der Gallenwand
Abb. 18 zeigt die Stelle, an der sich das Blatt zur Larvenkammer aufspaltet. In der rechten Hälfte ist das Blatt noch intakt und beherbergt die langestreckten Palisadenzellen, die für die Photosynthese zuständig sind. Sie werden mehr und mehr abgebaut, je näher wir der Larvenkammer kommen. Siehe auch Abb. 19. Im Bereich der Larvenkammer (Abb. 20) sieht man den Umbau: rechts unten die Epidermis, links oben die Larvenkammer. Es sind vier Schichten, die nahtlos ineinander übergehen. Von außen nach innen: Epidermis, Rindenschicht mit Gefäßbündel, Schutzschicht mit noch dickwandigen Zellen und schließlich, direkt an der Larvenkammer, die Nährschicht aus proteinreichen, dünnwandigen Zellen. Im Bereich der Larvenkammer gibt es keine Palisadenzellen mehr. Sie beginnen erst wieder am anderen Ende der Larvenkammer, wo das Blatt wieder intakt ist. Die Galle ist also nicht nur ein „krankhafter“ Zustand, sondern auch ein funktionell für den jeweiligen Erreger optimiertes Gebilde.
Anmerkungen zur Präparation
Zur Schnitttechnik:
Mit Blick auf die Larve sollte man möglichst dünne Paraffinschnitte anstreben. Unser Schnitt ist 7µ dick. Noch weniger wäre noch besser. Beim Anschneiden darauf achten, dass man möglichst von Anfang an die ganze Larve erfasst hat, d.h. notfalls die Schnittebene anpassen.

Zur Färbung:
Nachdem wir tierisches und pflanzliches Material im Schnitt haben, sollte auch die Färbung beides anfärben können. Unseren Schnitt habe ich mit Thionin-Orange gefärbt. Diese Färbung ist in dem 1962 von Chroma erschienenen Heftchen „Ausgewählte Färbemethoden“, S. 20 beschrieben. Es eignen sich aber auch Färbungen mit Schiff`schem Reagenz, z.B. TriPAS.
Danksagung
Ein herzliches Dankeschön gebührt Herrn Dr. Jürgen Harst, der mir bei der Feststellung der anatomischen Details der Wespenlarve eine große Hilfe war.

Literatur und Links
1) Jens-Peter Kopelke, Gallenbildungen der Blattwespen, eine besondere Form der Brutfürsorge, Natur und Museum, 130 (4), Frankfurt a. M., 1.4.2000
2) Heiko Bellmann, Geheimnisvolle Pflanzengallen, Wiebelsheim 2012
3) Die zur Beschreibung der Histologie der Larve herangezogene Literatur:
Gerhard Seifert, Entomologisches Praktkum, Stuttgart 1995
Hermann Weber, Grundriss der Insektenkunde, 3. Auflage, Stuttgart, 1954
Konrad Dettner, Werner Peters, Lehrbuch der Entomologie, 2. Auflage 10/2003, München
Boris Jobling, Anatomical drawings of biting flies, British Museum. ISBN: 9780565010041 (ein Buch mit großartigen, sehr detailgenauen Zeichnungen!)
4) Jens-Peter Kopelke, Über die Biologie und Parasiten der gallenbildenden Blattwespenarten Pontania dolichura (THOMS. 1871), P. vesicator (BREMI 1849) und P. viminalis{L. 1758) (Hymenoptera: Tenthredinidae), S. 331 und 335 ; siehe auch:
Kopelke, J.-P. (1982): Die gallenbildenden Pontania-Arten - ihre Sonderstellung unter den Blattwespen. Teil I: Gallenbildung, Entwicklung und Phänologie. - Nat. Mus., 112 (11), 356-365.
Kopelke, J.-P. (1985): Biologie und Parasiten der gallenbildenden Blattwespe Pontania proxima (Lep. 1823) (Hymenoptera, Tenthredinidae). - Senckenbergiana biol. 69 (1984) (3/6): 215-239 und

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April 2014
Spross des Efeus (Hedera helix) in W3Asim II - Färbung. Aufnahme mit einer Smartphone Kamera freihändig durch das Okular von einer Teilnehmerin der Lehrerfortbildung am Grotenbach Gymnasium Gummersbach.
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März 2014
Maritimer Fadenwurm im Polarisationskontrast von Frank Fox
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Februar 2014
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt des Pampasgrases (Cortaderia selloana) von Jörg Weiß
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Januar 2014
Parietin-Sublimation im freien Raum an Stahlwolle von Heike Buchmann
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Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
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November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
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Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
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September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
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August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
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Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
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April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
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März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
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Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
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September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
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August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
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Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
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Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
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August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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