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Tramete und Zunderschwamm im Querschnitt

Jörg Weiß vom 28.03.2021

Die Tage bekam ich einen Anruf von einem Mineraliensammler, der sich auch mit pflanzlichen Fossilien beschäftigt. Er fragte mich, ob ich ihm zum Vergleich mit einer Versteinerung Querschnitte von den Röhren eines Zunderschwamms anfertigen könnte. So früh im Jahr findet der Pflanzenschnippler ja oft nicht viel Neues und außerdem war mein Interesse geweckt.
Auf dem nächsten Spaziergang in der Wahner Heide fand sich jedoch nur eine Striegelige Tramete (Trametes hirsuta), kurze Zeit später dann in der Siegaue auch der Zunderschwamm (Fomes fomentarius). Normalerweise arbeiten die Pilzler ja mit Quetschpräparaten und haben es auf die Sporen abgesehen, um zusammen mit dem Aussehen des Pilzes und diverser Reagenzien-Proben die Art sauber bestimmen zu können. Heute gibt's die Pilze, gemäß meinem Auftrag, mal geschnitten.

Artikelinhalt

Die Striegelige Tramete (Trametes hirsuta)

Bild 1: Fruchtkörper der Striegeligen Tramete mit eingelagerten Algen auf einem Rotbuchenstumpf Bild 1: Fruchtkörper der Striegeligen Tramete mit eingelagerten Algen auf einem Rotbuchenstumpf
Die Striegelige Tramete (Trametes hirsuta) ist eine holzbewohnende Pilzart aus der Gattung der Echten Trameten (Trametes) aus der Familie der Stielpor- lingsverwandten (Polypora- ceae) in der Ordnung Stiel- porlingsartige (Polyporales).
Das Verbreitungsgebiet der Art umfasst Europa (außer Griechenland, Albanien, den Balearen, Portugal, Irland und Island) und Asien (Südsibirien, Iran, Türkei) sowie Nordamerika. In Deutschland ist die Art mit unterschiedlicher Häufigkeit weit verbreitet.
Bild 2: Fruchtkörper an einer gefallenen Birke, der Probepilz
Bild 2: Fruchtkörper an einer gefallenen Birke, der Probepilz
Trametes hirsuta bildet meist flach bleibende, am Substrat dachziegelartig übereinander stehende, 4 bis 15 cm, in Ausnahmefällen bis 25 cm breite Fruchtkörper aus. Diese sind meist rein weiß bis grau- oder cremeweißlich gefärbt, können jedoch auch gelbliche oder graubraune Farbtöne zeigen. Teilweise ist eine bräunliche Zuwachszone zu sehen. Die wellig gezonte, grob striegelig behaarte Oberfläche des Fruchtkörpers kann durch Algen grünlich gefärbt sein.
Bild 3: Die behaarte Oberseite des Fruchtkörpers
Bild 3: Die behaarte Oberseite des Fruchtkörpers
Die Unterseite der Fruchtkörper ist mit rundlichen, mit ca. 0,4 bis 0,5 mm Durchmesser relativ großen, Poren bedeckt. Diese sind relativ kurz und weißlich, später auch gelblich oder rotbraun bis orangebraun. Bei alten Fruchtkörpern vergrauen sie vor allem an den Randzonen.
Das Fleisch ist dünn, trocken und zäh. Es besteht aus einer oberen dünnen grauen und einer unteren, dickeren, weißen Schicht, die durch eine schwarze Linie voneinander getrennt sind. Geruch und Geschmack sind unauffällig; der alte Pilz zeigt einen herben bis bitteren Geschmack. 
Bild 4: Unterseite des Fruchtkörpers mit Poren
Bild 4: Unterseite des Fruchtkörpers mit Poren
Die Striegelige Tramete ist ein saprobiontischer Holzbewohner, der im Substrat durch Abbau von Lignin eine Weißfäule erzeugt. Die Art besiedelt liegende und stehende Äste, Baumstämme und Stümpfe an trockenen, lichtexponierten Standorten. Man findet sie daher oft an Waldrändern, in lichten Gehölzen und auf Kahlschlägen, sie kommt aber auch in Pflanzungen, in Gärten und Parks sowie entlang von Straßen vor.
Das Hauptsubstrat von T. hirsuta ist die Rotbuche, daneben wird ein breites Spektrum weiterer Laubhölzer wie zum Beispiel Birken besiedelt; an Nadelholz kommt sie nur selten vor. Die Fruchtkörper sind einjährig und das ganze Jahr über zu finden. Die Sporenbildung beginnt im Herbst bei ausreichend niedrigen Temperaturen zwischen 0 und 15 °C und hält bei frostfreiem Wetter für etwa 9 Monate an. Die Hauptmenge der Sporen wird im Frühjahr gebildet.
Bild 5: Die Poren in der Aufsicht (Auflicht, Leica NPlan 5x)
Bild 5: Die Poren in der Aufsicht (Auflicht, Leica NPlan 5x)
Wegen ihres auch im trockenen Zustand hübschen Aussehens (oft bleibt das Chlorophyll der Algen erhalten) und ihrer Haltbarkeit wird die Striegelige Tramete in der Floristik oft in herbstlichen Gestecken und Kränzen verwendet. Weitere Anwendungen sind nicht bekannt.

Kurz zur Präparation

Geschnitten habe ich den Fruchtkörper freistehend quer zu den Poren und zur Oberseite auf dem Tempelchen (Zylindermikrotom im Halter als Tischmikrotom) mit Leica Einmalklingen 818 im SHK Halter.
Die Schnittdicke beträgt je ca. 50µm.

Anschließend habe ich wie immer einige Aufnahmen von den frischen, unfixierten Schnitten gemacht.

Fixiert wurden diese dann für ca. 8 Stunden in AFE. Nach Überführen in Aqua dest. waren die Schnitte dann bereit für die Färbung.
Diese erfolgte einfach mit Metylenblau für ca. 20 Minuten ohne Erwärmen. Eine Mehrfachfärbung ist nicht notwendig, da es hier keine unterschiedlichen Gewebearten wie bei den höheren Pflanzen gibt.
Anschließend habe ich wieder gut mit Aqua dest. gespült, eine Differenzierung war nicht notwendig.

Eingedeckt wurden die Schnitte nach gründlichem Entwässern mit reinem Isopropanol wie immer in Euparal. 
Bild 6: Die ungefärbten Schnitte der Poren im Uhrglas, der einzige dunkle Hintergrund zur Hand war mein Laborbuch mit einem genarbten Kunstledereinband.
Bild 6: Die ungefärbten Schnitte der Poren im Uhrglas, der einzige dunkle Hintergrund zur Hand war mein Laborbuch mit einem genarbten Kunstledereinband.

Die verwendete Technik

Die Aufnahmen sind auf dem Leica DMLS mit dem NPlan 5x sowie den PlanApos 10x, 20x 40x und 100x entstanden. Die Kamera ist eine Panasonic GX7, die am Trinotubus des Mikroskops ohne Zwischenoptik direkt adaptiert ist. Die Steuerung der Kamera erfolgt durch einen elektronischen Fernauslöser. Die notwendigen Einstellungen zur Verschlusszeit und den Weißabgleich führe ich vor den Aufnahmeserien direkt an der Kamera durch. Der Vorschub erfolgt manuell anhand der Skala am Feintrieb des DMLS.

Alle Mikroaufnahmen sind mit Zerene Stacker V1.04 (64bit) gestackt. Die anschließende Nachbereitung beschränkt sich auf die Normalisierung und ein leichtes Nachschärfen nach dem Verkleinern auf die 1024er Auflösung (alles mit XNView in der aktuellen Version). Bei stärker verrauschten Aufnahmen lasse ich aber auch mal Neat Image ran.

Die Übersichtsaufnahme von den Poren (Bild 5) habe ich im Auflicht (zwei Jansjö LED Leuchten) mit dem Leica NPlan 5x erstellt.

Die Poren im Querschnitt

Und nun zu den Präparaten! Beginnen wir mit den Poren im Querschnitt:
Bilder 7a,b: Ein ungefärbter Schnitt im Durchlicht, Bild 7b mit Maßstab
  • Bild 7a: Ungefärbter Querschnitt einer Pore im Durchlicht
  • Bild 7b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Maßstab
Man sieht das feine Myzel, das hier lediglich die kreisrunden Poren bildet. Eine weitere Differenzierung ist nicht erkennbar, der Durchmesser der leicht ovalen Pore beträgt an der Langseite ca. 420 µm. Einfach macht es uns der Pilz dabei nicht: eine Färbung muss her.
Bilder 8a,b: Mit Methylenblau gefärbter Querschnitte der Poren mit Maßstab, Bild 8b im Polarisationskontrast
  • Bilder 8a: Mit Methylenblau gefärbter Querschnitte der Poren mit Maßstab
  • Bilder 8b: Mit Methylenblau gefärbter Querschnitte der Poren mit Maßstab im Polarisationskontrast
Bei der Aufnahme mit dem Leica PlanApo 10x werden auch gefärbt kaum einzelne Hyphen erkennbar. Die Polaufnahme zeigt, dass beim Wachstum des Fruchtkörpers an den Wänden der Poren feiner mineralischer Staub eingebaut wurde.
Bilder 9a-d: Noch näher heran! Bilder 9b&d mit Maßstab
  • Bild 9a: Das innere Ende einer Pore im Detail
  • Bild 9b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Maßstab
  • Bild 9c: Das feine Mycel in höchster Vergrößerung
  • Bild 9d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Maßstab
Auch mit dem 40x PlanApo schaut man nur auf ein Gewirr, hier am Grund einer Pore. Sporen sind nicht erkennbar. Erst mit dem 100x PlanApo zeigt sich das Geflecht der ca. 3µm dicken Hyphen deutlicher.

Das Hutdach im Querschnitt

Werfen wir nun einen Blick auf die "haarige" Oberseite des Fruchtkörpers. Hier habe ich auf eine Färbung verzichtet, um dem Ursprung der grünen Farbringe auf den Grund zu gehen.
Bilder 10a-d: Alle Aufnahmen am ungefärbten Schnitt in Ethanol 30% und mit Maßstab
  • Bild 10a: Das Hutdach im ungefärbten Querschnitt, schön sind die beiden durch die schwarze Linie getrennten Schichten zu sehen
  • Bild 10b: Den Abschluss bildet ein zerfasertes Mycel - die Haare
  • Bild 10c: Wir finden eingelagerte Algen, deren Chlorophyll für die Grünfärbung der Fruchtkörperoberseite verantwortlich ist
  • Bild 10c: Die Grünalgen sind sehr klein ...
Im ersten Bild 10a erkennt man die in der Beschreibung angesprochene feine schwarze Linie. Sicherlich eine Einlagerung eines Stoffes, der den Fruchtkörper nach unten hin gegen Wasser abdichtet, um die austretenden Sporen nicht zu beeinträchtigen. Der beschriebene Farbunterschied wird hier nicht erkennbar.
Die Haare entpuppen sich - wie nicht anders zu erwarten - als Büschel von Hyphen, in denen verschiedene Algen - meist Kugelalgen - eingelagert sind. Ein wenig "Dreck" ist natürlich auch dabei.
In Bild 10d konnte ich den Durchmesser der Algen mit gut 9µm ermitteln.

Der Zunderschwamm (Fomes fomentarius)

Kommen wir nun zum Zunderschwamm!

Die Bestimmung war nicht ganz einfach (Mein Dank an Peter Reil!), zumal die Fruchtkörper durchaus variable sind und in den offenen Siegauen in der Regel an der Oberseite weiß erscheinen. Dies liegt sicherlich an der starken Sonneneinstrahlung an den Standorten der hauptsächlich befallenen Pappeln: die sehr großen Bäume stehen in der Regel solitär in den Auen. Der angepflanzte Bestand ist schon recht alt und nicht mehr wirklich gesund. Da die Aue ein Naturschutzgebiet ist, lässt man den Dingen ihren Lauf und sichert nur die Wege gegen Holzbruch.
Verwechselungsgefahr besteht z.B. mit dem Gemeinen Feuerschwamm (Phellinus igniarius, syn. Phellinus trivialis), der ebenfalls an der unteren Sieg vorkommt.
Bild 11: Zunderschwamm an einem Pappelstumpf in der Siegaue
Bild 11: Zunderschwamm an einem Pappelstumpf in der Siegaue
Der Zunderschwamm (Fomes fomentarius) ist eine Pilzart aus der Familie der Stielporlingsverwandten (Polyporaceae). Er befällt geschwächte Laubbäume, vor allem Buchen (Fagus) und Birken (Betula). Hier habe ich ihn an einer Pappel gefunden.
Der Name des Zunderschwamms entstand aus der früheren Verwendung des Fruchtkörpers zum Feuer machen mit Feuerstein und Zunder. Baumpilze werden aufgrund ihrer Eigenschaft, Wasser zu binden, zudem als Schwämme bezeichnet.
Fomes fomentarius ist in Asien, Europa und Nordamerika weit verbreitet. Außerdem findet man ihn auch in Nordafrika und auf den Kanarischen Inseln. In den europäischen Ländern ist der Zunderschwamm überall verbreitet.

Bild 12: Unterseite eines jüngeren Fruchtkörpers
Bild 12: Unterseite eines jüngeren Fruchtkörpers
Der Zunderschwamm bildet mehrjährige, konsolenförmige Fruchtkörper, die bis zu 30 Jahre alt werden können. Sie erreichen eine Breite von 10 bis 30 cm, in Ausnahmefällen auch bis 60 cm und eine Dicke von 20 cm und mehr. An Birken ist er jedoch meist deutlich kleiner. Mit zunehmendem Alter und bei Verbrauch des besiedelten Substrates wird der jährliche Zuwachs geringer, so dass relativ hohe, hutförmige Fruchtkörper entstehen. Eine ähnliche Beobachtung lässt sich bei Fruchtkörpern mit zunehmender Höhe am Substrat machen.
Die harte, krustige Oberseite ist hellgrau oder blass bräunlich, an lichten Standorten auch weiß gefärbt und fein zoniert. Die Röhren auf der Unterseite haben eine braune Farbe und sind oft mehrfach geschichtet: in jeder Wachstumsphase wird eine neue Röhrenschicht unterhalb der vorjährigen Schicht gebildet. Jüngere Exemplare können auch rostbraun bis gelblich gefärbt sein, ähnlich der Zuwachszonen der älteren Exemplare.
Der Fruchtkörper besteht im Querschnitt aus vier makroskopisch zu unterscheidenden Bereichen: am Substrat sitzt der Mycelialkern an, gefolgt von der dichteren Trama. Nach oben hin wird er von der Kruste abgeschlossen und unten sitzen die Röhren (siehe Bild 13).
Bild 13: Die verschiedenen Zonen des Fruchtkörpers im Querschnitt (von George Chernilevsky, 2010, gemeinfrei)
Bild 13: Die verschiedenen Zonen des Fruchtkörpers im Querschnitt (von George Chernilevsky, 2010, gemeinfrei)
Die oft leicht nach innen gewölbte Unterseite des Zunderschwammes besteht aus einer glatten, grau- bis ockerbraunen Porenschicht (siehe auch Bild 12). Die Poren sind dickwandig und rundlich; in einem Abschnitt von einem Millimeter befinden sich zwei bis vier Poren. Auf Druck verfärben sie sich leicht braun. Die Röhren sind in Schichten angeordnet. Diese Zonen entsprechen – wie auch die Wachstumszonen der Oberfläche – den Wachstumsschüben des Pilzes. Da mehrere solche Schübe pro Jahr auftreten können (oft zwei pro Jahr), kann aus der Zahl der Schichten nicht auf das Alter des Fruchtkörpers geschlossen werden.

Im Innern des Pilzes befindet sich das weiche Pilzgeflecht des Myzelialkerns. Dieser wird von einer verhältnismäßig dünnen Tramaschicht umgeben, die sich außerdem über den gesamten Bereich unter der Kruste erstreckt. Die Trama färbt sich mit Kaliumhydroxid schwarz. Wie andere baumbewohnende Pilzarten zeigt auch der Zunderschwamm den Geotropismus, das heißt, neu zuwachsende Fruchtschichten werden mit der Unterseite zum Erdboden ausgerichtet. Bildet ein Fruchtkörper nach dem Umstürzen des Wirtsbaumes neue Fruchtschichten, werden diese entsprechend versetzt gegenüber den schon vorhandenen ausgebildet.

Die Basidien haben eine keulige Form sowie eine Schnalle an der Basis. Sie sind hyalin und besitzen vier Sporen. Diese sind zylindrisch bis lang ellipsoid geformt und 15–22 × 4,4–7 µm groß. Sie sind hyalin, inamyloid und besitzen eine glatte Oberfläche. Das Sporenpulver ist weiß. 
Bild 14: Illustration zum Zunderschwamm (Aus Köhler's Medizinal-Pflanzen (Platte 139), 1890, gemeinfrei)
Bild 14: Illustration zum Zunderschwamm (Aus Köhler's Medizinal-Pflanzen (Platte 139), 1890, gemeinfrei)
Der Zunderschwamm kann mit Arten der Gattung Lackporlinge verwechselt werden. Diese besitzen jedoch oft eine kräftig braun gefärbte Hutoberseite; die Poren färben sich auf Druck dunkelbraun. Ein sicheres Unterscheidungsmerkmal sind die warzigen Sporen gegenüber den glatten beim Zunderschwamm. Auch die Feuerschwämme können ihm ähnlich sehen. Sie unterscheiden sich durch ihre feste, holzartige Konsistenz mit nicht eindrückbarer Hutkruste. Darüber hinaus besteht eine Ähnlichkeit mit dem Rotrandigen Baumschwamm, der allerdings meist an Nadelholz zu finden ist und eine hellere Trama und nicht verfärbende Poren aufweist.
Bild 15: Die weiße Oberseite des Probestückes
Bild 15: Die weiße Oberseite des Probestückes
Neben der namensgebenden Verwendung zum Feuer machen wurden aus dem Zunderschwamm bis ins 19. Jahrhundert blutstillende sowie des- infizierende Wundauflagen hergestellt. Ferner kamen alkoholische Flüssigextrakte u. a. bei Blasenleiden, Magenverstimmungen und Mens- truationsbeschwerden zum Einsatz.
In Rumänien wird die Trama heute noch zu einem lederartigen Material verarbeitet, aus dem für den Touristenmarkt kunstvolle Hüte, Taschen und Ähnliches gefertigt werden. Ansonsten hat der Zunderschwamm wirtschaftlich weitestgehend keine Bedeutung mehr.
Bilder 16a,b: Unterseite der Probe mit Röhren im Auflicht
  • Bild 16a: Unterseite der Probe mit Röhren im Auflicht, Oberfläche
  • Bild 16b: Unterseite der Probe mit Röhren im Auflicht, Anschnitt
In Europa gibt es eine Süd-Nord-Verteilung der Wirtspflanzen: im Süden des Kontinentes treten Buchen als Hauptwirt des Zunderschwamms auf, im Norden Birkenarten. Diese Substratgrenze fällt in Deutschland in etwa mit dem Nordrand der Mittelgebirge zusammen. 
Der Zunderschwamm ist ein typischer Bewohner älterer Baumbestände. Bevorzugte Waldarten sind Buchen-, Tannen-Buchen- und buchenreiche Hainbuchen-Eichen-Wälder. Auch in Mooren, Heiden und alten Birkenbeständen ist er zu finden. Weniger häufig ist der Pilz dagegen an beschatteten Hängen und Erlen-Auwäldern.
Der Zunderschwamm dringt in seine Wirtsbäume über Ast- und Stammwunden ein und verursacht im Kernholz eine intensive Weißfäule, die den befallenen Baum häufig in mehreren Metern Höhe abbrechen lässt. Der Zunderschwamm kann am abgestorbenen Substrat noch längere Zeit als Saprobiont weiterleben. 

Kurz zu Präparation & Technik - Zunderschwamm

Geschnitten habe ich den Fruchtkörper freistehend quer zu den Poren und zur Oberseite auf dem Tempelchen (Zylindermikrotom im Halter als Tischmikrotom) mit Leica Einmalklingen 818 im SHK Halter.
Die Schnittdicke beträgt auch hier je ca. 50µm.

Anschließend habe ich wie immer einige Aufnahmen von den frischen, unfixierten Schnitten gemacht.

Fixiert wurden diese für ca. 6 Stunden in AFE. Anschließen habe ich die Schnitte schrittweise in Aqua dest. überführt.

Die Hyphen des Zunderschwamms sind alle mehr oder weniger stark gelbbraun gefärbt, also habe ich die Schnitte mit Chloralhydrat für ca. 24 (Röhren) bzw. 36 Stunden (Hutoberseite) gebleicht. Entfärben konnte ich sie aber nicht, allenfalls etwas aufhellen. Eine Färbung macht hier also keinen Sinn.

Anschließend habe ich wieder gut mit Aqua dest. gespült. Eingedeckt wurden die Schnitte nach gründlichem Entwässern mit reinem Isopropanol wie immer in Euparal.   
Bilder 17a,b: Die ungefärbten Schnitte der Röhren (17a) und der Hutoberseite (17b) im Uhrglas
  • Bild 17a: Die ungefärbten, noch ungebleichten Schnitte der Röhren im Uhrglas
  • Bild 17b: Die ungefärbten, ungebleichten Schnitte der Hutoberseite im Uhrglas. Die Hyphen sind so stark gefärbt, dass sie sogar ausbluten.
Bei der Technik gab es keine Änderungen, es gelten die Informationen im Abschnitt weiter oben bei der Tramete.

Die Röhren im Querschnitt

Beginnen wir wie bei der Tramete mit den Schnitten der Röhren.
Bilder 18a-c: Hier zunächst die Aufnahmen vom frischen Schnitt, alle mit Maßstab
  • Bild 18a: Queraschnitt der Röhren in der Übersicht
  • Bild 18b: Etwas näher heran
  • 18c: Der Röhrenquerschnitt im Detail
Man erkennt die starke Färbung der Hyphen, die vom Licht kaum durchdrungen werden. Leider sind auch hier keine Basidien oder Sporen zu erkennen. Der Durchmesser der Röhren liegt bei ca. 250 bis 270 µm.

Nach dem Bleichen sieht es etwas besser aus:
Bilder 19a,b: Gebleichter Schnitt, alle Bilder mit Maßstab
  • Bild 19a: Die gebleichten Röhren im Querschnitt
  • Bild 19b: Brücke zwischen zwei Röhren im Detail
Die Röhren hier sind mit um die 300 µm etwas größer. Natürliche Schwankung oder haben sich die Hyphen bei der Bleiche im Chloralhydrat geweitet?
Die Punktförmigen Gebilde sind Hyphen, die genau senkrecht zur Schnittebene stehen, was sich beim Durchfokussieren des Präparates leicht erkennen lässt.

Die Hutdach im Querschnitt

Wenden wir uns nun auch hier der Oberseite des Fruchtkörpers zu!

Wie auch bei den Röhren, habe ich Aufnahmen vor und nach dem Bleichen gemacht, die ich hier gegenüber stellen möchte. Die Hutkruste ist typisch für den Zunderschwamm und ich denke auch sie dient dazu, das Röhrengewebe und die Sporen vor Nässe zu schützen.
Bild 20: Die gebleichte Hutoberseite mit der Kruste in der Übersicht
Bild 20: Die gebleichte Hutoberseite mit der Kruste in der Übersicht
Wir sehen von oben nach unten eine ungefärbte Schicht nicht so stark verflochtener Hyphen als Begrenzung, diese ist für die weiße Farbe der Fruchtkörperoberseite verantwortlich. Darauf folgt eine sehr stark gefärbte Schicht, gefolgt von einer dünneren, weniger stark gefärbten und wieder einer stark gefärbten Schicht. Die Auflösung in den stark gefärbten Bereichen geht gegen Null: einzelne Hyphen sind kaum auszumachen. Dies zeigt, dass nicht nur die Hyphen gefärbt sind, sondern die dunkle Farbe zu einem Stoff gehört, den die Hyphen der Kruste quasi als "Dicht- und Festigungsmasse" ausgeschieden haben.
In der Mitte der Kruste zeigt sich eine Wachstumsstörung.
Darunter liegen wieder die weniger dicht verwobenen, durch die Bleiche gelblichen Hyphen der Trama.
Bilder 21a,b: Etwas näher heran und im Vergleich.
  • Bild 21a: Die Kruste direkt nach dem Schnitt, mit Dickenmessung der einzelnen Schichten
  • Bild 21b: Die Kruste nach Fixierung und Bleiche.
Die Kruste ist bei einer Dicke von ca. 600 µm besonders im oberen Teil sehr kompakt. Eine sinnvolle Abbildung (außer zum Messen :) ) ist eigentlich nicht möglich. Erst durch das Bleichen werden zumindest einige Details sichtbar.
Bilder 22a,b: Das Abschlussgewebe im Vergleich
  • Bild 22a: Das Abschlussgewebe frisch
  • Bild 22b: Das Abschlussgewebe nach dem Bleichen
Hier sind keine Algen eingelagert, diese würden sich sicherlich auch nicht halten können, da die Hutoberseite in der Regel zu trocken sein dürfte.
Bilder 23a-c: Hyphengeflecht der Trama unterhalb der Kruste
  • Bild 23a: Hyphengeflecht der Trama unterhalb der Kruste, frischer Schnitt.
  • Bild 23b: Hyphengeflecht der Trama unterhalb der Kruste, nach dem Bleichen.
  • Bild 23c: Paralleles Hyphengeflecht unterhalb der Kruste, nach dem Bleichen.
Es gibt auch Zonen mit annähernd parallel verlaufenden Hyphen (23c). Die Hyphen haben einen Durchmesser von um die 5 µm.
Dank
Herzlichen Dank an Peter Reil für die Unterstützung bei der Bestimmung des Zunderschwamms!
Literatur und Links
[1]  Die Striegeliege Tramete (Trametes hirsuta)
       Wikipedia

[2]  Der Zunderschwamm (Fomes fomentarius)
       Wikipedia
    
[3]  Botanische Schnitte mit dem Zylindermikrotom
       Jörg Weiß, MBK 2011

Bildquellen
  • Bild 13: Die verschiedenen Zonen des Fruchtkörper
    Aus Wikipedia, von George Chernilevsky, 2010,
    gemeinfrei
  • Bild 14: Illustration zum Zunderschwamm
    Aus Köhler's Medizinal-Pflanzen (Platte 139), 
    August Köhler,  1885,
    gemeinfrei
  • Alle anderen Aufnahmen vom Autor des Artikels
      
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September 2016
Die Walnuss-Fruchtfliege (Rhagoletis suavis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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August 2016
Methylsulfonal-Kristalle, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2016
Das Säulenglöckchen (Epistylis sp.) in seiner vollen Pracht. Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2016
Wasserspeicherzelle im Mesophyll des Zylindrischen Bogenhanfs (Sansevieria cylindrica), frischer Querschnitt gefärbt mit Toluidinblau. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Mai 2016
Einaugen-Muschelkrebs (Cypria opthalmica) von Horst-Dieter Döricht
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April 2016
Fuß des Rüsselkäfers Eupholus linnei, Aufnahme von Frank Fox.
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März 2016
Frischer Schnitt eines Fiederdorns der Zwerg-Dattelpalme in der Primärfluoreszenz bei 365 nm Anregungswellenlänge, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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Februar 2016
SEM-Aufnahme eines Bärtierchens von Horst-Dieter Döricht
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Januar 2016
Elektrische Schaltkreise auf einem Chip im Auflicht DIC von Frank Fox
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Dezember 2015
Dunkelfeldaufnahme vom Grünen Trompetentierchen (Stentor polyxmorphus); Aufnahme von Frank Fox
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November 2015
Querschnitt durch das Blatt einer Welwitschie (Welwitschia mirabilis), Färbung W3Asim II; Aufnahme von Jörg Weiß
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Oktober 2015
Kopf einer Stechmückenlarve (Culex spec.) von Frank Fox
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September 2015
Das Lilienhähnchen (Liliceris lilli) von Horst-Dieter Döricht
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August 2015
Leitgewebe und Endodermis in der Wurzel des Muriel-Bambus (Fargesia murieliae). Foto von Jörg Weiß.
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Juli 2015
Schuppenhaare des Silbernen Grünrüsslers (Phyllobius argentatum). Foto von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2015
Wachstumskegel an der Sprossspitze der Weinrebe (Vitis vinifera) im Präparat von Bodo Braunstorfinger. Foto von Jörg Weiß.
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Mai 2015
Ein Reusen-Rädertier von Frank Fox
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April 2015
Die Diatomee Triceratium broeckii (Oamaru) in einer Aufnahme von Päule Heck
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März 2015
Uroleptopsis roscoviana, ein roter Cilliat, Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2015
Drei Konidien des Echten Mehltaus auf einem Weizenblatt mit Keimschläuchen und Appressorien, Aufnahme von Jörg Weiß
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Januar 2015
Sklerenchymband im Spross der Kiwi (Actinidia deliciosa), Aufnahme von Jörg Weiß
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Dezember 2014
Die Diatomee Auliscus convolutus (Alen's Farm, Oamaru), Aufnahme von Päule Heck
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November 2014
Schale einer Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2014
Haare auf dem Brustpanzer einer Goldfliege (Lucilia sericata). Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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September 2014
Stomagruben an der Blattunterseite eines frischen, unfixierten Schnittes des Oleanders (Nerium oleander) bei einer Vergrößerung von 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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August 2014
Augen am Kopf einer Sprigspinne. Die Reflexe stammen von der Beleuchtung mit einem LED-Ringlicht. Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2014
Die Zieralge Micrasterias radians bei der Teilung. Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2014
Querschnitt durch einen siebenjährigen Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis, Durchmesser 21 mm) von Bodo Braunstorfinger. Aufnahme von Jörg Weiß
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Mai 2014
Männlicher Eibenzapfen (Taxus baccata) mit Pollen von Horst-Dieter Döricht
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April 2014
Spross des Efeus (Hedera helix) in W3Asim II - Färbung. Aufnahme mit einer Smartphone Kamera freihändig durch das Okular von einer Teilnehmerin der Lehrerfortbildung am Grotenbach Gymnasium Gummersbach.
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März 2014
Maritimer Fadenwurm im Polarisationskontrast von Frank Fox
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Februar 2014
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt des Pampasgrases (Cortaderia selloana) von Jörg Weiß
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Januar 2014
Parietin-Sublimation im freien Raum an Stahlwolle von Heike Buchmann
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Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
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November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
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Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
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September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
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August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
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Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
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April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
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März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
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Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
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September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
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August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
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Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
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Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
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August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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