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Erstellung pflanzlicher Dauerpräparate

Querschnitt durch das Blatt des Echten Thymians (Thymus vulgaris), Färbung W3Asim II
Querschnitt durch das Blatt des Echten Thymians (Thymus vulgaris), Färbung W3Asim II
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Willkommen auf der Themenseite zur Erstellung Botanischer Dauerpräparate! Hier finden Sie alles rund um den Schnitt, die Färbung und den Einschluss Ihrer Proben mit vielen praktischen Tipps und Tricks.

Auf dieser Themenseite finden Sie:

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Einführung

Unter einem botanischen Dauerpräparat versteht man in der Regel einen gefärbten Schnitt eines pflanzlichen Probematerials, der durch den Einschluss in ein Harz auf dem Objektträger haltbar gemacht wurde und durchaus Jahrzehnte unbeschadet überstehen kann. Der so bearbeitete Schnitt soll die Zellen der Pflanze in ihrer natürlichen Form und im natürlichen Gewebeverbund zeigen, die Präparation darf also das Gewebe möglichst nicht verändern. Zwei Ausnahmen sind erlaubt: wir müssen dünne Schnitte anfertigen, um die Proben unter dem Durchlichtmikroskop betrachten zu können und die Färbung soll die verschiedenen Zelltypen spezifisch so anfärben, dass sie einfach zu erkennen und zu unterscheiden sind.
Um dies zu erreichen, ist sorgfältiges Arbeiten in allen Schritten von der Probenahme über den Schnitt und die Fixierung hin zu Färbung und dem abschließenden Eindecken unumgänglich. Und natürlich gibt es zu jedem Arbeitsschritt hilfreiche Kniffe, die sie hier beschrieben oder verlinkt finden. Die Schritte im einzelnen sind: 
Die Probenahme
Oft steht die Pflanze der Begierde weit weg von Zuhause und gehört jemand anderem - und ist sie vielleicht sogar gescghützt? Hier ein Karton-Palmfarn (Zamia furfuracea) in einer Hotelanlage auf Teneriffa.
Oft steht die Pflanze der Begierde weit weg von Zuhause und gehört jemand anderem - und ist sie vielleicht sogar gescghützt? Hier ein Karton-Palmfarn (Zamia furfuracea) in einer Hotelanlage auf Teneriffa.
Bei der Probenahme ist zunächst zu beachten, ob es sich um geschützte Pflanzen handelt, die in der Natur nicht gesammelt oder beschädigt werden dürfen. Dann stellt sich die Eigentumsfrage: selbstverständlich sollte man nachfragen, bevor man in einer Rabatte oder in einem botanischen Garten das Messer zück. Die Botanischen Gärten unserer Universitäten sind übrigens sehr gute Quellen für seltene Pflanzen und bieten den Vorteil, sicher bestimmte Proben zu erhalten. Wer hier nett fragt, wird selten abgewiesen und oft auch weiter unterstützt.
Die gewünschten Pflanzenteile sollten so ausgewählt werden, dass die Pflanze so wenig wie möglich beschädigt wird. Das ist bei Blättern einfach, aber einen Spross oder gar eine Wurzel zu finden, die man entnehmen kann, ohne zu großen Schaden anzurichten oder in einem Garten das Bild der Pflanze für die nächsten Besucher zu sehr zu stören, ist oft alles andere als trivial. Oft ist der Verzicht die einzige Lösung, wenn nicht der Gärtner Rat weiß und z.B. auf einen anstehenden Pflegeschnitt hinweist.
Die Probe selbst muss mit einem scharfen Messer genommen werden, um sowohl das Probestück als auch die Pflanze nicht über Gebühr zu verletzen. Ein Skalpell mit frischer Wechselklinge oder ein Cutter aus dem Baumarkt tun hier gute Dienste. Scheren sind zu vermeiden, da sie insbesondere die Probe zu sehr quetschen und je nach später gewünschter Schnittführung sogar unbrauchbar machen.
Die weitere Verarbeitung der Probe sollte nun so schnell wie möglich erfolgen. Wenn es vom eigenen Garten bis zum Arbeitstisch nur ein paar Meter sind: kein Problem. Was aber, wenn wie bei dem oben gezeigten Karton-Palmfarn noch eine längere Reise ansteht? Hier haben wir grundsätzlich zwei Möglichkeiten: die Stückfixierung erlaubt es, die Probe auch längere Zeit zu transportieren, ohne dass sie unbrauchbar wird. Allerdings muss die nötige Chemie mit gebracht werden (Man denke an die Sicherheitskontollen in Flughäfen. "Das ist AFE" ist keine hinreichende Erklärung  Smileys default wink ) und man beraubt sich der Chance, Aufnahmen von den frischen Schnitten mit ihren natürlichen Farben (Chlorophyll) machen zu können.
Die zweite Möglichkeit ist der Transport der Probestücke in einem dicht schließenden Kunstoffbeutel (gibt es sogar mit Zip-Verschluss!), in den ein mit Mineralwasser gut angefeuchtetes Stück Küchenpapier gegeben wird. Vor dem Verschließen dann die Luft gut heraus drücken, um das eingeschlossene Volumen so gering wie möglich zu halten. So vorbereitet übersteht die Probe auch eine längere Reise unbeschadet. 24 bis 48 Stunden sind kein Problem, aber auch der Heimweg über 1 bis 2 Stunden kann so unterstützt werden, um die Proben möglichst frisch zu halten.   
Ein Fiederblättchen des oben gezeigten Karton-Palmfarns im Transportbeutel mit angefeuchtetem Küchenpapier.
Ein Fiederblättchen des oben gezeigten Karton-Palmfarns im Transportbeutel mit angefeuchtetem Küchenpapier.
Der Schnitt
Ein Blatt des Stranshafers (Ammophila arenaria) ist in einer zugeschnittenen Möhre eingebettet, um einen sauberen Schnitt auf dem Handzylindermikrotom zu ermöglichen.
Ein Blatt des Stranshafers (Ammophila arenaria) ist in einer zugeschnittenen Möhre eingebettet, um einen sauberen Schnitt auf dem Handzylindermikrotom zu ermöglichen.
Gut am Arbeitsplatz angekommen, muss unsere Probe geschnitten werden, um die für die Durchlichtmikroskopie benötigte geringe Dicke zu erreichen und die Anordnung der Zellen erkennen zu können. Den geringsten Aufwand bereitet dabei der Freihandschnitt mit einer Rasierklinge, dieser erfordert jedoch auch die größte Übung. Hier können Schnittdicken zwischen 50 und 100 mm erreicht werden, die Schnitte keilen jedoch in aller Regel aus und sind daher für "schöne" Dauerpräparate weniger geeignet.
Einen guten Kompromiss bilden Kleinmikrotome wie das Handzylinder- mikrotom oder das Haga Kastenmikrotom, jedes mit seinen eigenen Tücken. Die hier erreichbaren Schnittdicken liegen je nach Material zwischen 20 und 70 mm und somit im optimalen Bereich für Pflanzenschnitte.
Am oberen Ende des technischen Aufwands rangieren Schlitten- und Rotationsmikrotome. Das Arbeiten mit diesen Metallbergen muss ebenfalls gut eingeübt werden und ist zum Teil (freies Messer beim Schlittenmikrotom) auch nicht ganz ungefährlich.
Wichtig ist es, die Probe gut vorzubereiten: Sprosse und Wurzeln könne ab einer Dicke von etwa 3 mm meist freistehend geschnitten werden, Blätter müssen in der Regel gestützt werden. Dazu eignet sich am besten eine frische Möhre, die passend zurecht geschnitten wird. Hierbei müssen sowohl das Messer als auch die Probe gut feucht gehalten werden. Da Wasser eine zu hohe Oberflächenspannung hat, ist Ethanol die erste Wahl. Sollen nachher noch Aufnahmen vom frischen Schnitt gemacht werden, darf die Konzentration 30% nicht übersteigen (Eventuell auch Ochsengalle - Fel Tauri - aus dem Malerbedarf verwenden). Ansonsten hat sich zum Befeuchten 70% Ethanol bewährt. Vergällter Alkohol aus der Apotheke reicht hier völlig aus.
Die Schnitte werden anschließend mit einem feinen Pinsel (Größe 000) abgenommen und zur Fixierung direkt in AFE gegeben. Alternativ natürlich zum Fotografieren mit etwas Aqua dest. auf den Objektträger verbracht (Deckglas nicht vergessen).
Insbesondere Blüten und Knospen würden beim freistehenden Schnitt oder in einer Möhre schlicht zerfallen. Hier ist eine Einbettung in Paraffin oder PEG die Methode der Wahl.
Auch der ungefärbte, frische Schnitt ist sehr schön anzusehen und zeigt die natürliche Färbung der Zellen. Hervorstechend grün hier die Chloroplasten aus dem Blatt eines Pampasgrases (Cortaderia selloana) im Querschnitt. Ohne weitere Bearbeitung würde die Schönheit aber schnell vergehen.
Auch der ungefärbte, frische Schnitt ist sehr schön anzusehen und zeigt die natürliche Färbung der Zellen. Hervorstechend grün hier die Chloroplasten aus dem Blatt eines Pampasgrases (Cortaderia selloana) im Querschnitt. Ohne weitere Bearbeitung würde die Schönheit aber schnell vergehen.
Die Fixierung
Fixierte Schnitte vom Blattstiel des Efeus (Hedera helix) in AFE
Fixierte Schnitte vom Blattstiel des Efeus (Hedera helix) in AFE
Zweck der Fixierung ist es, die immer vorhandenen Bakterien abzutöten und die Enzymtätigkeiten zu stoppen, um den gerade erstellten Schnitt genau so zu erhalten, wie er uns vorliegt. Dies geschieht bei pflanzlichen Materialien am besten mit der bekannten AFE-Fixierlösung. AFE besteht auf 100 ml aus 90 ml 70%igem Ethanol (vergälltes Ethanol reicht aus), 5 ml 36%igem Formaldehyd und 5 ml 99%iger Essigsäure.
Das Ethanol tötet die Bakterien ab und entfärbt die Zellinhalte, das Formaldehyd denaturiert Eiweisse und stoppt somit den Stoffwechsel in den Zellen. Da Ethanol den Zellen Wasser entzieht und sie so schrumpfen lässt, ist auch etwas Essigsäure dabei, die die Zellwände wieder aufquellen lässt und somit wie gefordert die natürliche Wirkung des Schnittes erhält.
Zur Not reicht aber auch eine Fixierung in Ethanol 70%.
Werden, wie hier beschrieben, die Schnitte fixiert, sollten diese für mindestens 20 Minuten im AFE verbleiben. Ein Aufenthalt von mehreren Stunden schadet nicht und führt über eine bessere Fixierung bei der anschließenden Färbung zu klareren Farben.
Die Fixierung und alle weiteren Schritte führt man am besten in einem Uhrglas von etwa 6 bis 8 cm Durchmesser durch. Im Uhrglas können bis zu 50 Schnitte bequem durch Zugabe und Absaugen der jeweiligen Reagenzien mittels einer Pipette bearbeitet werden. Sind viele Schnitte im Glas, ab und an etwas aufschütteln, um ein gleichmäßiges Einwirken der Reagenzien zu erreichen.
Möchte man ganze Stücke einer Probe fixieren, sollten diese in passenden Stücken von nicht mehr als 2 cm Länge (Spross, Blattstiel und Wurzel) oder etwa 1 cm² Fläche (Blätter) vorliegen und mindestens 2 Tage im AFE verbleiben.
Weitere Vorbereitungen zur Färbung
Schnitte von Blatt der welwitschie (Welwitschia mirabilis) in Chloralhydrat
Schnitte von Blatt der welwitschie (Welwitschia mirabilis) in Chloralhydrat
Um besonders saubere Färbungen zu erreichen, kann man die fixierten Schnitte in zwei Schritten noch weiter behandeln. Zunächst müssen diese aber schrittweise über Alkoholstufen von 70%, 50% und 30% in Aqua dest. überführt werden. Dies verhindert weitgehend das "Tanzen" der Schnitte bei der Zugabe von Wasser, das empfindliche Materialien beschädigen könnte.
Nun wird zunächst für etwa 1 bis maximal 3 Minuten mit Eau de Javel behandelt. Dies muss unter Lupenkontrolle geschehen, da zu lange Einwirkzeiten den Zellverbund auflösen und somit die Schnitte zerstören. Eau de Javelle kann recht einfach durch eine 1:4 verdünnte Klorix-Lösung (die blaue Flasche!) ersetzt werden. Eau de Javel  ist eine wässrige Lösung von Kaliumhypochlorit (KClO), meist in einer Mischung mit Kaliumchlorid (KCl) und zerstört recht aggressiv die Zellinhalte, so dass nur die Zellwände und ggf. einige resistente Zellkörperchen übrig bleiben. Auch diverse Harze und Sekrete werden sicher entfernt. Klorix enthält auch Kaliumhypochlorit und tut das Gleiche. Dabei können insbesondere Ligninhaltige Bereiche der Schnitte zunächst etwas nachdunkeln, aber da gibt es Abhilfe.
Zunächst wird das Eau de Javel aber durch mehrfaches Spülen mit Aqua dest. wieder aus den Schnitten entfernt. Wie oben beschrieben, bleiben die Schnitte im Uhrglas, das Eau de Javel oder das Klorix werden mit der Pipette so gut wie möglich abgesaugt und dann wird Aqua dest. dazu gegeben. Zunächst im schnellen Wechsel, dann etwas länger einwirken lassen, bis kein Chlorgeruch mehr wahrnehmbar ist. Dazu schnüffeln wir am Uhrglas, das wir uns direkt unter die Nase halten (bitte erst gegen Ende des Prozesses ...).
Im nächsten Schritt wird dann mit Chloralhydrat gebleicht. Wir benötigen eine Lösung von 250g Chloralhydrat in 100 ml Aqua dest. Das ist leider kein ganz billiges Vergnügen und das Chloralhydrat ist als Schlafmittel in großen Mengen auch nicht ganz einfach zu bekommen. Wohl dem, der einen Apotheker kennt, der der Beschaffung von Mikroskopie-Chemikalien aufgeschlossen gegenüber steht.
In der Chloralhydratlösung verbleiben die Schnitte zwischen 8 und 24 Stunden und anschließend wird wie beim Eau de Javel wieder sehr gut mit Aqua dest. gespült. Danach sind sie völlig entfärbt und bieten die beste Ausgangsbasis für eine klare und farbenprächtige Färbung.
Die Färbung
Mit W3Asim II gefärbte Schnitte vom Spross des Gemeinen Efeues 8Hedera helix) schwimmen in einem Uhrglas im Wasser.
Mit W3Asim II gefärbte Schnitte vom Spross des Gemeinen Efeues 8Hedera helix) schwimmen in einem Uhrglas im Wasser.
Nun kommt Farbe ins Spiel! Es gibt eine recht große Anzahl mikroskopischer Färbungen, die die eingangs genannte Bedingung für gute Dauerpräparate erfüllen und verschiedene Zelltypen spezifisch anfärben. neben der Farbwirkung ist auch der Aufwand von Bedeutung: bei manchen Färbungen müssen verschiedene Farbstoffe hintereinander einwirken, was jeweils einen Spülschritt erfordert (Sukkzedanfärbung), bei den Simultanfärbungen wird ein Farbgemisch aufgebracht, das nach einer gewissen Einwirkungszeit die ganze Arbeit in einem Schritt erledigt.
Die Farbwirkungen hängen auch von der Schnittdicke und ganz erheblich vom Ausgangsmaterial und der Vorbereitung ab. Oft ist es aber so, dass die größere Mühe mit einer Mehrfachfärbung durch eine differenziertere Farbwirkung belohnt wird. Die bekannteste Mehrfachfärbung ist sicher W3A von Robin Wacker, die bekannteste Simultanfärbung vermutlich Etzold FCA. Aber es gibt noch jede Menge anderer Färberezepte, die sie hier auf der Themenseite vorfinden.
Im einfachsten Fall muss eine Simultanfarblösung etwa 7 Minuten einwirken und wird anschließend so lange mit Aqua dest. ausgespült, bis keine Farbwolken mehr von den Schnitten abgehen und das Spülwasser klar bleibt.
Für den Fall, dass versehentlich überfärbt wurde, kann z.B. mit Salzsäurealkohol oder einfach Ethanol 70% differenziert werden, bis der gewünschte Farbeindruck erreicht ist. Die Differenzierung wird durch Zugabe von Aqua dest. und mehrfaches gründliches Spülen abgebrochen. Hier mit Bedacht vorgehen, sonst werden insbesondere die roten Farbstoffe zu blass. Eine sanfte Methode ist es, die Schnitte einige Stunden in Aqua dest. liegen zu lassen, bis der gewünschte Effekt erreicht ist.
Das Eindecken
Schnitte durch den Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis). der Durchmesser des Sprosses beträgt 21 mm. Schnitt Bodo Braunstorfinger, Färbung mit W3Asim II von Jörg Weiß.
Schnitte durch den Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis). der Durchmesser des Sprosses beträgt 21 mm. Schnitt Bodo Braunstorfinger, Färbung mit W3Asim II von Jörg Weiß.
Nun kann man die Schnitte in Wasser auf einen Objektträger bringen und betrachten oder fotografieren, aber ohne eine schützende Hülle werden wir nicht lange Freude daran haben. Eine solche schützende Hülle finden wir in Form verschiedene Harze vor. Viele kennen noch den Kanadabalsam oder das Malinol. Beide Harze bedürfen einer Zwischenstufe mit Xylol, ein Stoff, der nicht ganz ungefährlich und heute schwer zu beschaffen ist. Für botanische Schnitte hat sich daher Euparal als Eindeckharz durchgesetzt, in das einfach aus Isopropanol eingedeckt werden kann.
leider ist auch Euparal nicht ganz einfach zu bekommen, da der Hersteller keine Privatleute beliefert.  Meistens findet sich in einer Mikroskopischen Vereinigung aber eine Kollegin oder ein Kollege, der bei der Beschaffung behilflich sein kann.
Wem der Umgang mit den verschiedenen Harzen zu umständlich ist, findet am Markt auch wasserbasierte Einschlussmittel, hier kann ich zur Langzeitstabilität jedoch keine Aussage machen.
Um beispielhaft in Euparal eindecken zu können, müssen unsere Schnitte zunächst entwässert werden. Dies geschieht mit reinem Isopropanol (mindestens 99,9%, gibt es in der Literflasche für kleines Geld in der Apotheke). Zum Entwässern wird das letzte Spülwasser so gut es geht abgesaugt und dann nicht zu knapp Isopropanol dazu gegeben. Da alle Alkohol-Wasser-Gemische differenzierend wirken und insbesondere die roten Farbstoffe ausziehen, muss der Wassergehalt schnell herabgesetzt werden, daher das Isopropanol 3 mal im schnellen Wechsel absaugen und wieder frisch hinzu geben.
Isopropanol verdunstet schnell und die Schnitte dürfen bei der Prozedur nicht trocken fallen, da sich sonst Luftblasen bilden, die nur schwer wieder zu entfernen sind. Also nach dem Absaugen sofort wieder Isopropanol zugeben!
Nun noch 2 mal frisches Isopropanol für etwa 1 Minute einwirken lassen und abschließend 3 mal ca. 5 Minuten. Jetzt dürfen wir davon ausgehen, dass eventuell in den Schnitten noch vorhandene Restfeuchtigkeit vernachlässigt werden kann.
Objektträger und Deckgläser müssen zum Eindecken sauber sein. Sie können z.B. mit Ethanol 70% geputzt werden. Vorsicht, Deckglasbruch im Finger ist sehr unangenehm ...
Wir geben nun mit einem trockenen feinen Pinsel (wieder Größe 000) einen Schnitt aus dem Isopropanol auf den Objektträger und tropfen ein bis zwei Tropfen Euparal auf. Vorsicht, auch hier darf das Isopropanol nicht verdunsten, etwas Zeit zum Ausrichten des Schnittes verbleibt jedoch. Nachtupfen mit Isopropanol ist erlaubt, aber zu viel ist auch hier schlecht, da das Euparal sonst zu sehr schrumpft und später Luftblasen unter das Deckglas gezogen werden.   
Zum Aufbringen des Harzes gibt es spezielle Schliffflaschen mit einem Glasstäbchen darin, ein Zahnstocher tut es aber auch. Bezüglich der Mengen muss man etwas üben und Erfahrung sammeln. Diese hängen über die Tropfengröße vom Durchmesser des Glasstabes ab, während die Dicke und die Größe des Schnittes und des Deckglases vorgeben, wie viel Harz gebraucht wird.
Nun kann mit Hilfe zweier Pinzetten das Deckglas aufgelegt werden. Dazu fasst man dieses mit einer Flachpinzette an einer Seite und legt es auf der anderen Seite schräg an die leicht geöffneten Spitzen einer Spitzpinzette an, um es dann langsam und ruhig abzusenken, was den Einschluss von Luftblasen vermeidet. Hier ist eine Objektträgerschablone hilfreich (gibt es hier zum Herunterladen) und ein wenig Übung braucht es auch.
Ein Wort zu den Deckgläsern: runde Deckgläser (Durchmesser z.B. 18 mm) haben keine Ecken, unter denen sich später Luftblasen bilden können ...
Nun wird das Präparat unter dem Mikroskop kontrolliert und dann zum Trocknen mit z.B. hochkant mit einer 8er Mutter beschwert. Nach dem Trocknen des Harzes (etwa 7 Tage am besten auf einer Wärmeplatte oder auf der Heizung) muss nur noch beschriftet werden.
Dazu kann man z.B. selbstklebende Etiketten passender Größe verwenden, oder selbst Etiketten drucken und aufkleben. Auf die Etiketten gehören mindestens die folgenden Informationen: Trivialname und wissenschaftlicher Name der Probe, Pflanzenteil, Schnittdicke, Färbung und Erstellungsdatum. Auch die Fixierung und das Eindeckharz können mit dazu genommen werden. Hat man viele Präparate, macht ggf, eine Katalognummer und ein Qualitätskennzeichen Sinn und der Name des Erstellers rundet die Sache ab.
Ein fertig beschriftetes Präparat vom Spross des Gemeinen Efeus (Hedera helix) in W3asim II Färbung.
Ein fertig beschriftetes Präparat vom Spross des Gemeinen Efeus (Hedera helix) in W3asim II Färbung.
Der Lohn der Mühe
  • Rainfarn (Tanacetum vulgare), Spross quer, Leitbündel mit Sklerenchymkappe, Färbung W3A, Vergrößerung 200x.
  • Adlerfarn (Pteridium aquilinum), Rhachis quer, Leitbündel, Färbung Etzold Grün, Vergrößerung 100x.
  • Mistel (Viscum album), Spross quer, Mark und primäres Xylem, Färbung AcriBEN, Vergrößerung 200x.
  • Wald-Geißblatt (Lonicera periclymenum), Spross quer, Färbung W3A, Vergrößerung 100x.
  • Oleander (Nerium oleander), Blatt quer, Färbung W3asim II, Vergrößerung 100x.
  • Korallenbaum (Jatropha multifida), Spross quer, Mark und Xylem, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x.
  • Gewöhnliche Jungfernrebe (Parthenocissus vitacea), Spross quer, Leitgewebe, Färbung W3A, Vergrößerung 100x
  • Gartenbambus (Fargesia murieliae), Spross quer, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 100x
  • Welwitschie (Welwitschia mirabilis), Blatt quer, Färbung Dujardin Grün, Vergrößerung 50x.
Jörg Weiß, Oktober 2016
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Artikel zu Präparationstechniken und Färbungen

Hier finden Sie Artikel aus der Bibliothek Botanische Mikrotechnik, die sich mit den verschiedenen Präparationsmethoden und Färbungen befassen.
W3Asim II im Vergleich - Methoden und Ergebnisse 01.03.14

Wie zeigen sich die unterschiedlichen Färbungen W3Asim I & II von Rolf-Dieter Müller und Asim von Klaus Herrmann im Vergleich an Schnittpräparaten verschiedener Pflanzen? Hier finden Sie auch die Rezepte für die Stammlösungen der drei Färbungen. Von Jörg Weiß mehr...


Eine schöne Dreifachfärbung mit Safranin-Astrablau-Chrysoidin (SAC-Färbung) 01.11.11

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Botanische Schnitte mit dem Hand-Zylindermikrotom 16.09.11

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Schnelle Pflanzenschnitte mit dem Haga Rasierklingenmikrotom 17.06.11

Das Haga-Rasierklingenmikrotom arbeitet, wie der Name schon sagt, mit normalen Rasierklingen und ist ein sehr kompaktes und recht preiswertes Gerät. Frisch aus der Verpackung hat es jedoch einige Schwächen. Der Artikel zeigt, wie Sie diese überwinden können. Mit Blick auf die Anwendung im Schulunterricht! Von Rolf-Dieter Müller und Jörg Weiß mehr...


Wacker für alle - neue Simultanfärbungen auf Basis der W3A Färbung von Robin Wacker 17.06.11

Die W3A Färbung von Robin Wacker zeigt sehr schön differenziert die unetrschiedlichen Gewebe in pflanzlichen Schnittpräparaten, ist aber als Dreifachfärbung recht aufwändig. Dass es einfacher und schneller geht, zeigt Rolf-Dieter Müller mit seiner W3Asim - Färbungsfamilie. Mit Blick auf die Anwendung im Schulunterricht! Von Rolf-Dieter Müller und Jörg Weiß mehr...


Eine einfache Schnittechnik zur schnellen Bestimmung von Torfmoosen 17.03.11

Um Moose sicher zu bestimmen, sind oft Schnitte nötig, die unter dem Mikroskop betrachtet werden. Doch wie schneidet man schnell so etwas filigranes wie Moos? Der Artikel weiß Rat. Von Prof. Jan-Peter Frahm mehr...


Botanische Handschnitte mit der Möhrenmethode 14.02.11

Oft sind pflanzliche Proben zu weich, um sie freistehend auf z.B. dem Zylindermikrotom zu schneiden. Hier kommt die Möhre ins Spiel ... Von Jörg Weiß mehr...


AcriBEN - Neu! Mit verbesserter Rezeptur 06.02.11

AcriBEN ist eine Färbung auf Basis von Brillantkresylblau (BKB), das hier mit Acriflavin und Eosin kombiniert eingesetzt wird. Eine etwas komplexere Färbevorschrift mit ungewöhnlichen Ergebnissen von Jörg Weiß. mehr...


Dujardin Grün - eine alte Färbung für botanische Schnitte im neuen Gewand 21.01.11

Dujardin Grün von Rolf-Dieter Müller baut auf der bekannten Färbung von Emmanuel P. Dujardin aus Belgien auf. Hier kommt mit einigen Anpassungen statt Astrablau Acliangrün zum Einsatz. mehr...

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Bildergalerien

Hier finden Sie Links zu ausgewählten Beiträgen mit Bildern von botanischen Präparaten.
1007-information Vergleiche verschiedener Färbungen an Lavendel und Lorbeer
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Literatur

Bücher und Artikel zur Erstellung botanischer Präparate, die bereits im Bereich Literatur unserer Webseite besprochen wurden.
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Anleitungen zum Herunterladen

Hier finden Sie Links zum Herunterladen von Präparationsanleitungen und Rezepten
Anleitungen

Artikel

Vorträge

  • Die AcriBEN II Färbung  
    Foliensatz zum MKB Vortrag "Die AcriBEN II Färbung - Überlegungen zur Optimierung der AcriBEN Färbung für botanische Schnittpräparate"
    (5,2 MB, pdf)
  • Die BEN-Färbungen
    Foliensatz zum MKB-Vortrag "Die BEN-Färbungen - Neue botanische Schnittfärbungen auf der Basis von Brillantkresylbau (BKB)" 
    (4,3 MB, pdf)
  • Einfache Simultanfärbung botanischer Präparate
    Foliensatz zum Vortrag "Einfache Simultanfärbung botanischer Präparate - Demonstration zur Herstellung von Dauerpräparaten mit der Etzold-Färbung" von Rolf-Dieter Müller, gehalten am 12.05.2011 auf dem Mikroskopie-Seminar für Lehrer und Fachkonferenzleiter der Firma Optische und elektronische Geräte Jülich in Bonn.
    (35 kB, pdf)
  • Schneiden, Färben, Legen (Erstellung botanischer Schnittpräparate)
    Foliensatz zum MKB Workshop "Schneiden, Färben, Legen" am 21.02.2013.
    (4,2 MB, pdf)
  • Schneiden mit dem Zylindermikrotom  
    Foliensatz zum gleichnamigen MKB Vortrag und Workshop vom 15.09.2011
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Links

Interessante Links aus den Weiten des Internets rund um das Thema Präparation botanischer Proben.
  • Mikroskopie, Farbstoffe, Methoden und Rezepte, Armin Eisner
    Der Name ist Programm. Rezepte zu Fixierungen und Färbungen in einer Datenbank inklusive Auflistung der Chemikalien und ihrer Verwendung.
  • Zauberhafte Mikrowelt, Gerhard Terstegge  
    Gerhard Terstegge hat mit Hilfe der Firma PreciPoint die bestens erhaltenen botanischen Präparate aus der Sigmund Sammlung in Szene gesetzt.
    Auf Seiner Seite gibt es einige Aufnahmen zum Hineinzoomen, die Geschichte der Sammlung und die verwendete technik werden erklärt, ausserdem ist ein Buch zu den Präparaten erschienen.
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Bild des Monats

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Januar 2015
Sklerenchymband im Spross der Kiwi (Actinidia deliciosa), Aufnahme von Jörg Weiß
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Dezember 2014
Die Diatomee Auliscus convolutus (Alen's Farm, Oamaru), Aufnahme von Päule Heck
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November 2014
Schale einer Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2014
Haare auf dem Brustpanzer einer Goldfliege (Lucilia sericata). Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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September 2014
Stomagruben an der Blattunterseite eines frischen, unfixierten Schnittes des Oleanders (Nerium oleander) bei einer Vergrößerung von 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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August 2014
Augen am Kopf einer Sprigspinne. Die Reflexe stammen von der Beleuchtung mit einem LED-Ringlicht. Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2014
Die Zieralge Micrasterias radians bei der Teilung. Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2014
Querschnitt durch einen siebenjährigen Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis, Durchmesser 21 mm) von Bodo Braunstorfinger. Aufnahme von Jörg Weiß
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Mai 2014
Männlicher Eibenzapfen (Taxus baccata) mit Pollen von Horst-Dieter Döricht
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April 2014
Spross des Efeus (Hedera helix) in W3Asim II - Färbung. Aufnahme mit einer Smartphone Kamera freihändig durch das Okular von einer Teilnehmerin der Lehrerfortbildung am Grotenbach Gymnasium Gummersbach.
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März 2014
Maritimer Fadenwurm im Polarisationskontrast von Frank Fox
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Februar 2014
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt des Pampasgrases (Cortaderia selloana) von Jörg Weiß
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Januar 2014
Parietin-Sublimation im freien Raum an Stahlwolle von Heike Buchmann
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Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
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November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
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Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
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September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
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August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
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Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
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April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
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März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
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Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
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September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
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August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
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Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
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Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
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August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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