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Die Technik hinter den Begegnungen - Z-Stapel im Auflicht

Fruchtfliege (Drosophila spec.)
Horst-Dieter Döricht, vom 10.03.2012

Wie macht man Aufnahmen, die zu den Fliegenporträts der kleinen Reihe "Begegnungen" führen? Mit ein wenig hand- werklichem Geschick, viel Geduld und einem guten Stackprogramm ist das durch- aus zu bewerkstelligen, auch wenn die eingesetzte Technik deutlich über die normale Makrofotografie hinaus geht.
Als erstes muss man sich im Vorfeld darüber im Klaren sein, was man zeigen möchte und wie man es darstellen könnte. Vielfach hat man auch schon ein Objekt fotografiert und fügt es dann mit einem anderen Motiv zu einer Komposition.
Es gehört eine Menge Fantasie und eine noch größere Menge an Geduld dazu ein Insekt so zu präparieren, dass es lebensecht abgelichtet werden kann. Die Präparation dabei ist das A und O des Unternehmens. Die Insekten müssen frisch zurecht gemacht werden da man schon nach wenigen Stunden merklich den Zerfall erkennt.
Man positioniert das Objekt am besten auf einer schwarzen Glasplatte. Ein Graufilter oder auch ein Polfilter aus analogen Zeiten ist dafür auch sehr gut geeignet. Das Insekt wird direkt auf das Glas gelegt, welches natürlich absolut staub- und fusselfrei sein muss.
Nun wird das Objekt probeweise angeleuchtet und die Hauptrichtung des Lichteinfalls festgelegt. Möglichst flach seitlich beleuchten, damit wir den erwünschten schwarzen Hintergrund bekommen.
Der Trick: die Antireflex-Kugel aus einem Tischtennisball.
Bei einem normalen Mikroskop dreht man nun den Mikroskop Tisch ganz nach unten, damit der Platz zwischen Objektiv und unserem zu fotografierenden Objekt ausreicht um unseren Anti-Reflex Schirm unter die Optik zu bringen. Dieser halbrunde Anti-Reflex-Schirm, wie ich ihn nenne, hat die Aufgabe, das Licht weich und diffus zu machen, damit an den Haaren, Borsten und Augen der Insekten keine scharfen Lichtreflexe entstehen.
Diese Reflexe wandern nämlich bei unseren Serien Aufnahmen mit und zerstören beim abschließenden zusammenaddieren der Bilder im Rechner, das gesamte Endresultat.
Am besten eignet sich für den Anti-Reflex Schirm ein halbierter Tennisball oder eine halbierte Polystrolkugel aus dem Bastelladen. Diese Kugelhalbschale muss oben ein Loch haben durch das unser Mikroskop-Objektiv eintauchen kann, wenn es dann dicht vor unserem Insekt für die ersten Aufnahmen positioniert wird.
Das Loch für das Mikroskopobjektiv darf nicht zu groß sein, da sonst Fremdlicht einfallen kann, welches wiederum zu unerwünschten Reflexen führt. Ganz entscheidend ist meiner Meinung nach, dass unsere "Anti-Reflexglocke" eine halbrunde Form hat. So entstehen keine unerwünschten Schlagschatten.
Im Live View der Kamera muss das Objekt aussehen wie ein hell leuchtendes Plasikmodell ohne jegliche Lichtreflexe an Fühlern, Schuppen oder Borsten. Es muss so aussehen als wenn es von innen heraus selbstleuchtend ist.
Das Mikroskop, mit dem die
Das Mikroskop, mit dem die "Begegnungen" aufgenommen wurden, ist ein Zeiss Messmikroskop, welches eine superfeine Feinfokussierung hat. Das Stellrad für die Scharfeinsellung hat 57 mm Durchmesser. Damit lässt sich ganz hervorragend stacken.
Bei den Serienaufnahmen, dem Stacken, gilt es nun die Bilder in Einzelschritten zu machen, die kleiner als die Tiefenschärfe der Optik sind. Also: Wenn unser Objektiv eine Schärfentiefe von 0,02 mm hat, also nur 0,02 mm scharf abbildet, dann muss mindestens alle 0,015 mm ein Bild gemacht werden. So entsteht eine sich überlappende Schärfe. Man muss beim den einzelnen Bildern mindestens auf 0,005 mm genau fahren können, sonst wird das Bild, welches im Rechner aus über hundert Einzelaufnahmen zusammenaddiert wird, nicht wirklich scharf.

Ein guter Feintrieb als Voraussetzung für den regelmäßige Abstand der einzelnen Bilder untereinander ist maßgeblich für ein gestochen scharfes Ergebnis. Viele Mikrofotografen scheitern an der Einsicht dieser unbedingten Notwendigkeit, weil man durchaus auch manchmal mit etwas ungenauerem Arbeiten Erfolge haben kann.
Genau so wichtig ist der Lichteinfallswinkel und die Lichtführung. Dabei ist in den allermeisten Fällen ausreichend, die Halbkugel des Anti-Reflexschirms mit zwei LED Schwanenhalsleuchten zu beleuchten.
Der gesamte Aufbau diesmal an einem normalen Binokular.
Zum Abschluss müssen die Serienaufnahmen noch zu einem einzigen, in allen Ebenen scharfen Bild verrechnet wer- den. Dazu stehen so genannte Stacking-Programme bereit, die z.B. über die Webseiten der Hersteller bezogen werden können. Die genau Wahl der Parameter ist dabei natürlich von Programm zu Programm unterschiedlich und muss bei eigenen Versuchen optimiert werden. Untenstehend finden Sie Links zu einigen Stackern, die von den Mitgliedern des MKB genutzt werden.
Links
Picolay
Freeware-Stacker von Heribert Cypionka

Helicon Focus
Stacker von Helicon Soft, eine Testversion kann kostenlos herunter geladen werden.

Zerene Stacker
Stacker von Zerene Software, auch hier steht eine auf 30 tage begrenzte Testversion zum Download bereit.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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