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Der Mais - ein Klassiker der Pflanzenanatomie

Bild 1: Maisfeld bei Sindorf, die Pflanzen sind gut 3,5 Meter hoch Bild 1: Maisfeld bei Sindorf, die Pflanzen sind gut 3,5 Meter hoch
Jörg Weiß, vom 25.08.2018

In der Mittagspause gönne ich mir immer einen kleinen Spaziergang, der mich an einem Maisfeld vorbei führt, dessen Pflanzen trotz der derzeitigen Trockenheit mit- tlerweile sicher 3,50 Meter hoch sind. Am Feldrand kann man erkennen, dass sich an den ersten beiden oberirdischen Nodien dichte Ringe von Stützwurzeln (sprossbürtige Wurzeln) bilden. Diese sind gut 5 bis 6 mm dick und bieten eine gute Gelegenheit, einmal eine Maiswurzel zu schneiden. Also mit einem scharfen Messer schnell ans Werk, die Proben kommen in einen zip-Beutel mit angefeuchtetem Küchenpapier, um bis zum Abend durch zu halten. Und wo wir schon dabei sind: ein Stück Blatt muss auch mit.
Das Ergebnis der Schnippelei möchte ich hier vorstellen, zusammen mit Bildern vom Spross des Klassikers zur Anatomie der Monokotyledonen von einem Präparat, das mir Leopold Aichinger vor ein paar Jahren geschenkt hat. Und natürlich gibt es auch diesmal wieder was zu entdecken.
Artikelinhalt

Kurzportrait zum Mais

Bild 2: Die jungen Stützwurzeln, Ausgangspunkt meiner Präparation Bild 2: Die jungen Stützwurzeln, Ausgangspunkt meiner Präparation
Mais (Zea mays), in Ös- terreich und Teilen Altbay- erns auch Kukuruz (aus dem Slawischen) genannt, ist eine Pflanzenart inner- halb der Familie der Süßgräser (Poaceae). Das Getreide stammt ursprüng- lich aus Mexiko und ist eine einhäusig getrenntge- schlechtige C4-Pflanze.
Kulturmais ist eine kräftig gebaute, sommergrüne, einjährige, krautige Pflanze, die Wuchshöhen von einem bis zu drei Metern (und mehr!) erreicht. Der runde, nicht oder nur selten verzweigte Halm ist auf ganzer Länge von glatten Blattscheiden bedeckt. Er ist innen markhaltig und kann am Grund einen Durchmesser von bis zu fünf Zentimetern aufweisen. Die zahlreichen Knoten stehen insbesondere bodennah in dichter Folge. Aus ihnen entwickeln sich Stützwurzeln (sprossbürtige Wurzeln), die - sobald sie den Boden erreichen - der Wasser- und Nährstoffaufnahme, vor allem aber auch der Standfestigkeit der Pflanze dienen.
Die Laubblätter sind wechselständig am Halm angeordnet. Das drei bis fünf Millimeter lange Blatthäutchen (Ligula) ist zerschlitzt oder bewimpert. Die einfache, leicht raue, mitunter zerstreut behaarte, dunkelgrüne Blattspreite ist bei einer Länge von bis zu einem Meter und einer Breite von vier bis zehn Zentimeter flach und zum Rand hin wellig. Sie zeigt eine ausgeprägte, weißliche Mittelrippe, in der jedoch kein einzelnes großes, sondern wie bei den Monokotyledonen üblich, viele kleinere Leitbündel in einem Parenchym eingebettet liegen. Parallelnervig aufgebaut, zeigen auch an den Seiten der Mittelrippe hellere Streifen die Lage weiterer Leitbündel an. Erstaunlich: das sehr große Blatt hat in der Fläche oft nur eine Dicke von 150 bis 250 µm.
Bild 3: Der Maiskolben - die weibliche Blüte
Bild 3: Der Maiskolben - die weibliche Blüte
Zea mays ist einhäusig getrenntgeschlechtig (monözisch). An der Sprossspitze befinden sich die endständigen männlichen rispigen Blütenstände, die sie sich an den Rispenästen aus paarweise angeordneten Ährchen mit jeweils zwei männlichen Blüten zusammensetzen. Ein bis drei weibliche Blütenstände wachsen in Blattachseln am unteren bis mittleren Bereich des Halmes. Diese seitenständigen, kurz gestielten Kolben werden vollständig von Hüllblättern (Lieschblätter, auch genannt Lieschen) umhüllt und tragen paarweise Ährchen in 8 bis 16 Längszeilen. Dabei enthält jedes Ährchen zwei Blüten, von denen aber nur eine voll entwickelt ist. Der Fruchtknoten ist mit drei Millimetern sehr klein, jedoch zur Anthese mit 20 bis 40 Zentimeter langen Griffeln ausgestattet. Später ragen die vertrockneten Griffel als bräunliches Bündel aus der Spitze des Kolbens zwischen den Blattscheiden hervor. Da sich die Deck- und Vorspelzen der weiblichen Blüten nicht weiterentwickeln, können sich die Früchte unbespelzt vorwölben.
Mais wird wie viele Gräser durch den Wind bestäubt. Dabei blühen die weiblichen Blüten einer Pflanze vor den männlichen Blüten, um eine Eigenbestäubung möglichst auszuschließen.
Bild 4: Der männliche Blütenstand
Bild 4: Der männliche Blütenstand
Der kolbenförmige Fruchtstand enthält zur Reifezeit Maiskörner (Karyopsen), die je nach Sorte weißlich, goldgelb, rot oder auch schwarzviolett sein können, das Tausendkorngewicht beträgt 250 bis 400 Gramm.
Bild 5: Ziermais. A Unterer Teil der Pflanze. B Spitze der Staude mit männlicher Blütenrispe. C Mitte des Halmes mit weiblichen Blütenkolben. D Fruchtkolben. 1 Zwei zusammengehörige Ährchen; 2 ein Ährchen geöffnet; 3 Pollenkörner; 4 weibliche Blüten mit Deck- und Vorspelze; 5 Pistill mit Griffel ohne Hüllen; 6 Frucht von der Achse aus gesehen; 7 Frucht im Längsschnitt; 8 Stärkekörner. A, B, C, D verkleinert; 1, 2, 3, 8 vergrössert; 4, 5, 6, 7 natürliche Grösse.
Bild 5: Ziermais. A Unterer Teil der Pflanze. B Spitze der Staude mit männlicher Blütenrispe. C Mitte des Halmes mit weiblichen Blütenkolben. D Fruchtkolben. 1 Zwei zusammengehörige Ährchen; 2 ein Ährchen geöffnet; 3 Pollenkörner; 4 weibliche Blüten mit Deck- und Vorspelze; 5 Pistill mit Griffel ohne Hüllen; 6 Frucht von der Achse aus gesehen; 7 Frucht im Längsschnitt; 8 Stärkekörner. A, B, C, D verkleinert; 1, 2, 3, 8 vergrössert; 4, 5, 6, 7 natürliche Grösse.
Wirtschaftlich bedeutend ist die Unterart (Subspezies) Zea mays subsp. mays. Bei der Weltgetreideernte nimmt Mais mit über einer Milliarde Tonnen (2016) vor Weizen und Reis den ersten Platz ein. Über 60 Prozent davon wird, zu Maissilage verarbeitet, an Nutztiere verfüttert. Dazu kommt der Einsatz von Energiemais als nachwachsender Rohstoff für die Erzeugung von Bioethanol und Biogas.
Der Körnermais ist eines der Grundnahrungsmittel der Bevölkerung Afrikas und Lateinamerikas. Das glutenfreie Getreide ist zudem auch für Personen mit Überempfindlichkeit gegen Klebereiweiß (Zöliakie) tauglich.
Neben der Verarbeitung in der Lebensmittel- und Tierfutterindustrie wird die aus Mais gewonnene Stärke als nachwachsender Rohstoff für die Herstellung von biobasierten Kunststoffen eingesetzt.

Mais ist eine sehr alte Nutzpflanze und wurde zuerst von den spanischen Conquistadores nach Europa gebracht - war aber auch in China schon bekannt - sicher ein Beleg für die Erkundungsreisen der Chinese. Die Botanischen Zeichner mussten sich zunächst wohl mit den mitgebrachten trockenen Proben begnügen, daher hat die Pflanze auf der folgenden Illustration aus dem Jahr 1542 mehrere Halme, was sie etwas fremd erscheinen lässt:
Bild 6: Illustration aus
Bild 6: Illustration aus "De historia stirpium commentarii insignes" von Albrecht Meyer, 1542, gemeinfrei

Kurz zur Präparation

Geschnitten wurden jeweils frische Proben von der Stützwurzel und dem Blatt an der Blattspitze. Die Wurzel konnte freistehend bearbeitet werden, das Blatt haben ich in Möhreneinbettung geschnitten. Die Schnittdicke beträgt jeweils etwa 60 µm.

Nach einer Schnittfixierung in AFE für ca. 12 Stunden wurden die Schnitte in Aqua dest. überführt. Die Chloroplasten im Blattquerschnitt sitzen so dicht, dass die Fixierung nicht gereicht hat, das Chlorophyll zu zerstören, hier wurde zusätzlich etwa 24 Stunden mit Chloralhydrat (250g auf 100ml Aqua dest.) gebleicht. Anschließend wurde sehr gut mit Aqua dest. gespült.

Gefärbt habe ich mit W3Asim II nach Rolf-Dieter Müller für 7 Minuten mit einmaligem kurzen Erwärmen bis kurz vor den Siedepunkt.
Eine Beschreibung der Färbung finden Sie hier auf unserer Webseite: W3Asim II im Vergleich.
Nach der Färbung wurden die Schnitte in Aqua dest. für 24 Stunden mit mehrmaligem Wechsel sanft differenziert.

Eingedeckt sind die Schnitte - nach gründlichem Entwässern in reinem Isopropanol - in Euparal.
Weitere Informationen zur Erstellung botanischer Dauerpräparate finden Sie auf der zugehörigen Themenseite.

Die verwendete Technik

Die Aufnahmen sind auf dem Leica DMLS mit dem 5x NPlan sowie den 10x, 20x und 40x PlanApos entstanden. Auch ein 100x Planfluotar war im Einsatz. Die Kamera ist eine Panasonic GX7, die am Trinotubus des Mikroskops ohne Zwischenoptik direkt adaptiert ist. Die notwendigen Einstellungen zum Weißabgleich und der Belichtungszeit wurden direkt an der Kamera vorgenommen, die Auslösung erfolgten mit einem drahtlosen Fernauslöser - das kabelgebundene Modell hat zwischenzeitlich den Geist aufgegeben. Der Vorschub erfolgt manuell anhand der Skala am Feintrieb des DMLS.
Bild 7: Das Leica DMLS des Autors mit direkt adaptierter Kamera Panasonic GX7
Bild 7: Das Leica DMLS des Autors mit direkt adaptierter Kamera Panasonic GX7
Alle Mikroaufnahmen sind mit Zerene Stacker V1.04 (64bit) gestackt. Die anschließende Nachbereitung beschränkt sich auf die Normalisierung und ein leichtes Nachschärfen nach dem Verkleinern auf die 1024er Auflösung (alles mit XNView in der aktuellen Version). Bei stärker verrauschten Aufnahmen lasse ich aber auch mal Neat Image in der Version 8.0 ran.

Die Stützwurzel im Querschnitt

Beginne wir mit der Stützwurzel! Diese passt mit ihrem Durchmesser von gut 7 mm nicht ganz aufs Bild, weswegen bereits am Anfang eine Detailansicht steht.
Bild 8a: Übersicht der Stützwurzel im Querschnitt
Bild 8a: Übersicht der Stützwurzel im Querschnitt
Bild 8b: Übersicht der Stützwurzel im Querschnitt mit Beschriftung
Bild 8b: Übersicht der Stützwurzel im Querschnitt mit Beschriftung
Die Wurzel der Maispflanze ist polyarch, enthält also unterhalb des Perizykels einen Leitgewebering in dem sich Xylem mit großen Tracheen und Phloem vielfach abwechseln. Schauen wir einmal etwas genauer hin. 
Bilder 9a-h: Ungefärbte, frische und gefärbte Aufnahmen im Wechsel, die Bilder 9b,d,e & g jeweils mit Beschriftung, alle Aufnahmen gestapelt.
  • Bild 9a: Detail vom Leitgewebe und Perizykel von der Stützwurzel, ungefärbter, frischer Schnitt
  • Bild 9b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 9c: Nun mit W3Asim II gefäbt: Leitgewebe und Perizykel von der Stützwurzel
  • Bild 9d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 9e: Etwas näher heran: Leitgewebe und Perizykel von der Stützwurzel, ungefärbter, frischer Schnitt
  • Bild 9f: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 9g: Leitgewebe und Perizykel von der Stützwurzel mit W3Asim II gefärbt
  • Bild 9h: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Die Bilderserie zeigt schön die abwechselnde Anordnung von Xylem und Phloem unterhalb des Perizykels und somit den lehrbuchmäßigen Aufbau einer ployarchen Wurzel. Die großen Tracheiden zum Ableiten des aufgenommenen Wassers fallen sofort ins Auge. Die primäre Endodermis liegt direkt auf dem Perizykel und ist noch nicht besonders gut zu erkennen. Auffällig: sowohl in der Wurzelrinde (RP) als auch in den Zellen des Markparenchyms (Wurzelmark) finden sich Chloroplasten.
Informationen zu den Abkürzungen in den beschrifteten Bildern der Serie 9 sowie den folgenden beschrifteten Bildern finden Sie wie immer hier auf der Webseite des MKB.

Werfen wir nun noch einen Blick auf die Exodermis der Wurzel:
Bild 10a,b: Nichts besonderes zu sehen , oder?
  • Bild 10a: Exodermis, Hypodermis und Wurzelrinde im frischen, ungefärbtebn Schnitt
  • Bild 10b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Die beiden Aufnahmen zeigen die Exodermis mit darunter liegendem Hypodermis und der Wurzelrinde. Wieder mit den bereits oben angesprochenen Chloroplasten. Soweit so gut.

In den gefärbten Bildern schaut das schon anders aus: 
Bilder 11a-d: Exodermis und Wurzelrinde, Bilder 10b & d mit Beschriftung, alle Aufnahmen gestapelt.
  • Bild 11a: Rhizodermis, Exodermis, Hypodermis und Wurzelrinde im gefärbten Schnitt
  • Bild 11b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 11c: Näher heran - Rhizodermis, Exodermis, Hypodermis und Wurzelrinde im gefärbten Schnitt
  • Bild 11d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Alles wie oben. Aber was ist das für ein blauer "Schmodder" auf der Rhizodermis? Den haben wir in den ungefärbten Bildern ja gar nicht gesehen ...
Erst beim Betrachten der gefärbten Bilder ist mir die blau gefärbte Sekretschicht aufgefallen und ich habe mich daran erinnern, dass sich die Wurzelstücke bei der Probenahme seltsam "seifig" angefasst haben. Beim Bearbeiten der Bilder vom ungefärbten Schnitt habe ich den "Schmodder" sträflicher Weise einfach weg retouchiert.

Der Klassiker: man sieht nur was man kennt - besonders beim Blick auf ungefärbte Schnitte. Böse Falle! Hier zeigt sich, dass man immer genau beobachten und hinterfragen sollte, was man sieht.
Gut, dass ich die gesamte Bearbeitungskette sichere, somit konnte ich den Fehler beheben:
Bild 12: Der ungefärbte Schnitt durch Exodermis und Wurzelrinde, wie er sein soll: mit Schleimschicht
Bild 12: Der ungefärbte Schnitt durch Exodermis und Wurzelrinde, wie er sein soll: mit Schleimschicht
Aber was ist das nun für ein Sekret auf der Wurzeloberfläche? Ich bin mir nicht ganz sicher, denke aber, dass es sich um ein Gleitmittel handelt, dass es der Wurzel erlaubt, die Epidermis und die sklerenchymatische Hypodermis des Sprossknotens zu durchbrechen.

Der Ausschnitt aus Bild 2 lässt zumindest erahnen, dass sich die Wurzeln gewaltsam Bahn brechen. Ich habe die Tage noch mal nachgefühlt: zwischenzeitlich sind die Wurzeln trocken, was natürlich auch am Wetter liegen kann.
Bild 13: Die Wurzeln durchbrechen die Epidermis des Knotens, Ausschnitt aus Bild 2
Bild 13: Die Wurzeln durchbrechen die Epidermis des Knotens, Ausschnitt aus Bild 2

Nun zum Blatt! - mais ist eine C4-Pflanze

Zea mays ist eine C4 Pflanze. Bei diesen Pflanzen, zu denen viele Gräser mit guter Trockenanpassung gehören, gibt es eine räumliche Trennung zwischen der Fixierung des Kohlendioxids aus der Luft und dem Aufbau der für die Pflanze nutzbaren Kohlehydrate im Calvin-Zyklus. Die Vorfixierung findet in den Chloroplasten der Zellen des Assimilationsparenchyms statt, dabei wird Oxalacetat gebildet, das im Gegensatz zum bei den C3-Pflanzen gebildeten D-3-Phosphoglycerat 4 Kohlenstoffatome aufweist (C3 und C4 ... :) ). Das Oxalacetat wird auf symplastischem Weg in die Leitbündelscheiden (LBS) weitergeleitet und in den dort vorhandenen, sehr großen Chloroplasten in den Calvin-Zyklus überführt.
Aber wozu das Ganze? Durch Energieeinsatz aus dem Sonnenlicht reichen C4 Pflanzen Kohlendioxid aktiv an, was zu einer höheren Photosyntheserate – besonders unter Wassermangel und der daraus resultierenden Verengung der Spaltöffnungen – führt. Es wird also für den gleichen Stoffumsatz weniger Wasser benötigt, da über die weniger weit geöffneten Stomata die Verdunstungsrate sinkt. Damit handelt es sich also, wie eingangs gesagt, um eine Anpassung an trockene Klimate.
Wer mehr wissen will, wird z.B. in der Wikipedia fündig: C4-Pflanze.

Wir erwarten in den Blattquerschnitten also Leitbündelscheiden mit auffallend großen Zellen um die Leitbündel. Na dann schauen wir mal ...
Bilder 14a-d: Querschnitt des Maisblattes in der Übersicht
  • Bild 14a: Querschnitt des Maisblattes in der Übersicht, ungefärbter, frischer Schnitt, gestapelt
  • Bild 14b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 14c: Querschnitt des Maisblattes in der Übersicht, diesmal gefärbt mit W3Asim II
  • Bild 14d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Die ungefärbten Querschnitte zeigen den erwarteten Aufbau mit den von den vielen Chloroplasten satt grünen, großen Zellen der Leitbündelscheiden. Dazwischen finden wir im Mesophyll das Assimilationsparenchym, ebenfalls mit Chloroplasten. Das Maisblatt ist, typisch für Monokotyledonen, parallelnervig und so finden wir zwischen den größeren Leitbündel (mit nicht ganz so auffälligen Leitbündelscheiden) viele kleinere Leitbündel. Das Blatt wird auf beiden Seiten von einer einlagigen Epidermis begrenzt, deren Cuticula auf der Blattoberseite stärker ausgeprägt ist. Stomata finden wir auf beiden Seiten des Blattes, dabei sind sie auf der Blattunterseite häufiger anzutreffen. Wikipedia meint, etwa 95 (Oberseite) zu 160 (Unterseite) pro Quadratmillimeter: Zea mays bei Wikipedia.
Das zentrale große Leitbündel zeigt den charakteristischen Aufbau, den wir auch beim Maisspross finden: Unterhalb eines Xylems mit flankierenden sehr großen Tracheiden liegt ein Phloemfeld, oberhalb finden wir im ehemaligen primären Xylem eine mehr oder weniger stark ausgeprägte, bei der lebenden Pflanze mit Wasser gefüllte, lysigene Lakune, in der oft noch die Versteifungsringe einer früheren Tracheide zu finden sind. In den Bildern 14c&d sehen wir auf der linken Seite den Übergang zwischen zwei Tracheiden. Das zugehörige Leiterfeld ist leider nicht zu erkennen. 
Bilder 15a-f: Detail vom Blattquerschnitt
  • Bild 15a: frischer ungefärbter Querschnitt mit bulliformen Zellen an der Blattoberseite
  • Bild 15b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 15c: Mit W3Asim 2 gefärbter Querschnitt
  • Bild 15d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 15e: Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt, in der Mitte der Blattoberseite bulliforme Zellen.
  • Bild 15f: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Die Serie 15 zeigt uns die oben beschriebenen Merkmale noch einmal im Detail. Interessant ist eine Querverbindung zwischen zwei parallelen Leitbündeln in den Aufnahmen 15c&d sowie eine Reihe von bulliformen Zellen (Bul) in den Bildern 15a,b,e & f. Deren Vakuole ist mit Wasser gefüllt und sie dienen üblicherweise dazu, das Blatt bei zu großer Sonneneinstrahlung einzufalten. Dies geschieht durch Volumenverlust aufgrund einer erhöhten Verdunstungsrate. Wenn man Lage und Größe der Zellgruppen mit der Situation z.B. beim Strandhafer vergleicht und schaut, wie der Mais bei der gerade anhaltenden Trockenheit aussieht, scheinen die heutigen Zuchtpflanzen diese Funktionalität verloren zu haben.

Bevor wir uns dem Spross zuwenden, noch einmal ein genauerer Blick auf eines der großen Leitbündel:
Bilder 16a-d: Ein großes Leitbündel aus der Blattspreite
  • Bild 16a: Eines der großen Leitbündel im ungefärbten, frischen Querschnitt
  • Bild 16b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
  • Bild 16c: Und nun in W3Asim II Färbung
  • Bild 16d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Hier noch einmal im Detail: die Verteilung der Chloroplasten in den Bildern vom frischen Schnitt, der Übergang zwischen zwei Tracheiden rechts in den Bildern vom gefärbten schnitt sowie die große Lakune mit dem übrig gebliebenen Verstärkungsring in allen Bildern.

Der Spross

Der Vollständigkeit halber werfen wir nun noch einen schnellen Blick auf den Spross. Die Aufnahmen habe ich von einem sehr schönen, mit Etzold Grün gefärbten Präparat von Leopold Aichinger gemacht.
Bild 17a: Querschnitt durch den Spross von Zea mays, Färbung Etzold Grün, Präparat von Leopold Aichinger
Bild 17a: Querschnitt durch den Spross von Zea mays, Färbung Etzold Grün, Präparat von Leopold Aichinger
Bild 17b: Die selbe Aufnahme wier zuvor, jedoch mit Beschriftung
Bild 17b: Die selbe Aufnahme wier zuvor, jedoch mit Beschriftung
Typisch Monokotyledonen: die Leitbündel liegen alle eingebettet in das Rindenparenchym und sind - ausgewachsen - etwa gleich groß. Zum Rand hin finden sich kleinere Leitbündel. Ein sekundäres Dickenwachstum wie bei den Dicotyledonen finden nicht statt. Muss der Halm mehr Wasser transportieren, werden einfach neue Leitbündel "angebaut". Begrenzt wird der Halm durch eine sklerifizierte Epidermis, unter der eine ebenfalls sklerifiziertes Hypodermis liegt, die nur unterhalb der Spaltöffnungen unterbrochen ist.
Bilder 18a,b: Stomata im Detail
  • Bilder 18a: Stomata im Detail, Färbung Ertzold Grün, Präparat von Leopold Aichinger
  • Bild 18b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung
Das Präparat lässt sehr schön die Stomata erkennen, hier ein offenes und ein geschlossenes direkt nebeneinander. Da hat es sich doch gelohnt, das Öl raus zu holen und das 100er Objektiv zu aktivieren.
Literatur und Links
[1]  Pflanzenanatomie
       Katherine Esau, Gustav Fischer Verlag, 1969
      
[2]  Botany for Degree Students - Gymnosperms
       Vasishta, Sinha, Kumar, S.Chand Reprint 2016
    
[3]  Pflanzenanatomisches Praktikum I
       Braune, Leman, Taubert, Spektrum 2007

[4]  Botanische Schnitte mit dem Zylindermikrotom
       Jörg Weiß, MBK 2011

[5]  W3Asim im Vergleich
       Die W3Asim - Färbungen von Rolf-Dieter Müller, MKB 2014

[6]  Tabelle der Abkürzungen zur Pflanzenanatomie
       Jörg Weiß, MKB 2013

[7]  Zea mays bei Wikipedia
       Wikipedia

[8]  C4-Pflanze bei Wikipedia
       Wikipedia
Bildquellen
  • Bild 5: Illustration eines Ziermais
    Wikipedia, Autor nicht benannt, gemeinfrei
  • Bild 6: Illustration aus "De historia stirpium commentarii insignes"
    Wikipedia, von Albrecht Meyer, 1542, gemeinfrei
  • Alle anderen Aufnahmen vom Autor des Artikels
      
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Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
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November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
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Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
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September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
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August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
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Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
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April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
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März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
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Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
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September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
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August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
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Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
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Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
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August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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